Antagonism in vitro of fluorescent pseudomonads against Rhizoctonia solani and Pythium aphanidermatum

Zentralbl. Mikrobiol. 148 (1993),237-245 Gustav Fischer Verlag lena

[Universitat Hohenheim, Institut fur Phytomedizin, Fachgebiet Virologie und Bakteriologie, Stuttgart-Hohenheim, Deutschland]

Antagonism in vitro of Fluorescent Pseudomonads against Rhizoctonia solani and Pythium aphanidermatum Antagonismus in vitro von fluoreszierenden Pseudomonaden gegeniiber Rhizoctonia solani uod Pythium aphanidermatum M. Walk und S. Sarkar Key words: fluorescent pseudomonads, antagonists, Pythium aphanidermatum, Rhizoctonia solani

Summary 1107 fluorescent pseudomonads were isolated from cucumber roots and 648 from the roots of beans and tested against Pythium aphanidermatum and Rhizoctonia solani. 934 Pseudomonas-strains, which were isolated from cucumbers, showed no antagonistic effect against Pythium aphanidermatum and 549 strains, isolated from beans, were not antagonistic against Rhizoctonia solani. We could show, that the antagonism of some antagonists is based not only on the production of siderophores.

Zusammenfassung Es wurden 1107 fluoreszierende Pseudomonaden von Gurkenwurzeln und 648 von Bohnenwurzeln isoliert und gegeniiber Pythium aphanidermatum und Rhizoctonia solani getestet. 934 Pseudomonas-Isolate, die von Gurken isoliert wurden, zeigten keinen Antagonismus gegeniiber Pythium aphanidermatum und 549 von Bohnen isolierte Stamme wirkten nicht gegeniiber Rhizoctonia solani. Am Beispiel einiger Antagonisten konnte gezeigt werden, daB der Antagonismus nicht nur auf der Ausscheidung von Siderophoren beruht.

Fluoreszierende Pseudomonaden treten verstarkt in der Rhizosphare von Pflanzen auf und sind ein wichtiger Bestandteil der bakteriellen Population (Katznelson et al. 1962; Rouatt et al. 1963). Sie sind bekannt, gegen verschiedene pilzliche Erreger antagonistisch zu wirken, wie z. B. Fusarium roseum f. sp. cerealis (Michael und Nelson 1972), Gaeumannomyces graminis (Cook und Rovira 1976) und Phytophtora megasperma (Sarbini und Kommedahl 1977). Es bietet sich deswegen an, schwer bekampfbare bodenbiirtige Schaderreger, wie Rhizoctonia solani und Pythium spp., mittels solcher Antagonisten zu bekampfen und so eine chemische Bekampfung zu vermeiden oder zumindest die Anwendung von Pestiziden zu reduzieren.

Material und Methoden Isolation von Rhizoctonia solani und Pythium aphanidermatum Es wurde Pflanzenmaterial, das typische Symptome eines Rhizoctonia solani-Befalls aufwies, von verschiedenen Orten und Pflanzenarten in Baden-Wiirttemberg gesammelt. Die befallenen Pflanzenteile wurden in kleine Stiicke geschnitten, mittels 1,5%iger Natriumhypochloridlosung oberflachlich sterilisiert, auf Wasseragarplatten ausgelegt und bei 30°C 2-3 Tage lang inkubiert. Danach erfolgte von jeder gewachsenen Kolonie eine periphere Probenentnahme fiir die mikroskopische Identifizierung von Rhizoctonia solani. Handelte es sich urn diesen Erreger, erfolgte eine Uberimpfung auf Potato-Dextrose-Agar (PDA).

238

M.

wen und S. Sarkar

Ein Stamm von Pythium aphanidermatum wurde von der Firma Shell Forschung GmbH zur Verfiigung gestellt. Weitere Pythium-Stiimme wurden nach der Kressemethode (ARX 1967) aus verseuchten Boden iso1iert. Bei dieser Methode handelt es sich urn ein Koderverfahren, Dazu werden Kressesamen in Petrischalen ausgesat, die mit der zu testenden Erde gefiillt wurden. Pythium-Arten befallen bevorzugt junge, gerade aufge1aufene Kressekeimlinge. Eine solche Infektion wurde dadurch sichtbar, daB die Keimlinge umfielen. Diese Pflanzen wurden dann vorsichtig iiber der Erde abgeschnitten, mit sterilem Wasser abgewaschen und auf Maismehlagarplatten ausgelegt. Lagen die Pilzku1turen in Reinkultur vor, wurden sie auf Maismehlagar mit und ohne Paraffinoluberschichtung bei 5°C gelagert (Smith 1984).

Isolation von fluoreszierenden Pseudomonaden Erdproben wurden von verschiedenen Orten und Fe1dem in Baden- Wiirttemberg gesammelt und mit 20 % gediimpftem Sand gut durchmischt. Bei groberen Probemengen wurde die Erde in Topfe gefiillt, mit 5 Gurkensamen der Sorte DelikateB besehickt und im Gewachshaus 3-4 Wochen lang gehalten. Anschlie6end wurden die Pflanzen vorsichtig aus den Topfen genommen und deren Wurzeln vorsichtig von der anhaftenden Erde befreit. Bei k1eineren Probemengen wurde ebenfalls, wie oben erwahnt, Sand hinzugefiigt. Danach wurde eine Probemenge von 60 g in ein Reagenzrohrchen mit den Abmessungen 3· 19 cm gefiillt. Am Gmnd des Rohrchens befand sieh eine Scheibe mit Nylonfaden. In jedes Rohrchen kamen 10 ml steriles Wasser und 2 oberflachlich sterilisierte Gurkensamen; danach wurde die Offnung zwecks Reduzierung der Verdunstung mit Parafilm verschlossen. Nach einem Wachstum von 2-3 Wochen wurde der Inhalt des Rohrchens mitte1s der Nylonschnur bzw. der Scheibe aus dem Rohrchen gezogen und die Wurzeln der Gurken freigelegt. Zur Isolation der Bakterien wurde ein Selektivmedium verwendet (Wolk und Sarkar 1993), dabei handelte es sich urn ein auf King's Medium B (King et al. 1954) basierendes Nahrsubstrat mit den Antibiotikazusatzen Aktidion, Novobiocin und Penicillin G. Nach dem gleichen Prinzip wurden auch von Bohnen (Sorte Saxa) Bakterienstiimrne isoliert. Nachfolgend werden diese Isolate je nach Herkunft als Gurken- oder Bohnenisolate bezeichnet.

Durchfiihrung der Wurzelaufschwemmung Von den so gewonnenen Wurzelproben wurde I g mit 100 ml sterilem Leitungswasser und etwas Tween 20 vermischt und in Babyflaschen (Kapazitat = 250 ml) 15 Minuten lang in einem Uberkopfschuttler geschiittelt und anschlieBend in Zehnerpotenzen bis 10- 7 verdiinnt. Von jeder Verdiinnungsstufe erfolgte eine Ausplattierung auf dem von Wolk und Sarkar 1993 beschriebenen Selektivmedium. Die Platten wurden dann 4 Tage bei 29°C bebriitet und unter einer UV-Lampe (Wellenlange = 366 nm) auf Fluoreszenz hin untersucht. Danach wurden die fluoreszierenden Kolonien abgeimpft, in Wasserrohrchen suspendiert und auf King's Medium BPlatten (KMB) zur Vereinzelung ausgestriehen. AnschlieBend konnten die Isolate auf KMB-Rohrchen abgeimpft und bei 5°C kiihl gelagert werden.

Antagonismus der fluoreszierenden Pseudomonaden in vitro gegenuber Rhizoctonia solani und Pythium aphanidermatum 436 Isolate von fluoreszierenden Pseudomonaden von verschiedenen Pflanzenarten wurden auf ihre antagonistische Wirkung gegen die 7 Rhizoctonia solani-Isolate WZ, R. China, F. 11, MS 10, RU3, R298 und GT I getestet. Aus arbeitstechnischen Griinden wurden nur 7 Rhizoctonia solani-Isolate getestet, die sich jedoch stark in ihrer Wachstumsgeschwindigkeit und Kolonienverfarbung unterschieden. Petrischalen, die 10 ml KMBMedium enthielten, wurden mit je 3 Bakterienisolaten in einem Abstand von 3,5 em vom Mittelpunkt der Platte aus beimpft. Ihr Abstand untereinander war gleich. Die Platten wurden 24 Stunden bei 28°C bebriitet. AnschlieBend wurde ein pilzbewachsenes Agarstiick (Durchmesser = 8 mm) des zu testenden Rhizoctonia solani-Stammes in die Mitte der Petrischale gelegt. Die Platten sind dann solange bebriitet worden, bis die Pilzkolonie in der ohne Bakterien beimpften und mitgefiihrten Kontrolle einen Durchmesser von 7 ern aufwies. Die Auswertung erfolgte anhand der GroBe der Hemrnhofe, indem der myzelfreie Abstand zwischen Bakterienkolonienrand und Myzel in Richtung zum Mittelpunkt der Petrischale gemessen wurde. Es wurden zusatzlich zu den 436 getesteten Stiimmen noeh 1107 fluoreszierende Pseudomonaden, die von Gurken isoliert wurden, gegeniiber dem Rhizoctonia solani-Stamm WZ und Pythium aphanidermatum getestet.

Antagonism of Fluorescent Pseudomonads

239

Ebenso wurden 648 von Bohnen isolierte fluoreszierende Pseudomonaden auf ihre hemmende Wirkung gegeniiber diesen Pilzen untersucht. Die zwei Rhizoctonia solani-Stiimme wurden deswegen zu diesem Test herangezogen, da sie sehr pathogen gegenuber Gurken und Buschbohnen waren und sich fiir weiterfiihrende Invitro-Versuche als geeignet erwiesen.

EinfluB von FeCh auf den Antagonismus der fluoreszierenden Pseudomonaden gegenuber Pythium aphanidermatum und Rhizoctonia solani Vorversuche hatten gezeigt, daB Pythium aphanidermatum und der Rhizoctonia solani-Stamm WZ auf KMB-Platten nicht wachsen, wenn die Konzentration von FeCh im Medium hoher war als 50 umol/Iu mI. Deswegen wurden 10 ml-KMB-Platten gegossen, die 10, 20, 30, 40 und 50 umol FeCh enthielten. Mit ihnen wurde, wie zuvor beschrieben, ein Antagonistentest durchgefiihrt. Als Teststiimme wurden nur Isolate verwendet, die sich schon in vitro als antagonistisch erwiesen hatten. Gegenuber Pythium aphanidermatum wurden 10 Isolate und gegenuber dem Rhizoctonia solani-Stamm WZ 21 Stamme getestet. In diesem Versuch wurde der Rhizoctonia solani-Stamm WZ untersucht, da er sich bei Iangerer Lagerung als sehr stabil erwies und keine degenerativen Erscheinungen zeigte.

Ergebnisse Phytopathogene Pilze Insgesamt konnten mit der angewandten Kressemethode 12 Pilzstamme isoliert, in Reinkultur genommen und als Pythium spp. identifiziert werden. Von Rhizoctonia solani konnten 79 Isolate in Reinkultur genommen werden.

Antagonismus der fluoreszierenden Pseudomonaden Die Ergebnisse des Antagonistentests, in dem 436 fluoreszierende Pseudomonaden gegeniiber den 7 Rhizoctonia solani-Stiimmen getestet wurden, sind in Abbildung 1 und 2 graphisch dargestellt. Die von den Bakterien verursachten Hemmhofe wurden Hemrnhofklassen von 0, 0-1,1-2,2-3 und groBer als 3 mm zugeordnet. Ausdiesen zwei Abbildungen geht hervor, daB die 7 Rhizoctonia solani-Stiimme von den untersuchten Bakterienstammen nicht gleichstark gehemmt werden. So wird zum Beispiel der Stamm WZ weniger inhibiert als der Stamm MS 10. Dies geht auch deutlich aus Tabelle 1 hervor, in der die Hemmhofe in mm gegeniiber den 7 Rhizoctonia solani-Stammen aufgefiihrt sind. In der Abbildung 3 sind die Ergebnisse der 1107 fluoreszierenden Pseudomonaden dargestellt, die von Gurken isoliert worden sind. Auffallend ist hierbei, daB Pythium aphanidermatum wesentlich schwacher gehemmt wird als die beiden untersuchten Rhizoctonia solani-Isolate. Von 1107 Bakterienisolaten zeigten 934 keinerlei Wirkung gegeniiber Pythium aphanidermatum. Der gleiche Sachverhalt wird auch in Abbildung 4 deutlich, wo 648 Pseudomonaden, die von Bohnen isoliert waren, getestet wurden. Hier hemmten 549 Bakterienstamme Pythium aphanidermatum nicht. In Tabelle 2 sind die Ergebnisse von 10 Pseudomonas-Isolaten dargestellt, die gegeniiber 6 Pythium-Isolaten auf ihre Hemmwirkung hin getestet wurden. Hier zeigt sich das gleiche Bild wie bei den Rhizoctonia solani-Stammen. Die Bakterien hemmen die einzelnen PythiumStamme unterschiedlich. Besonders auffallig sind die Werte des Pseudomonas-Stammes B 18 und 2. Diese beiden Isolate hemmen die Pilzisolate sehr stark, und die Schwankung der Hemmhofe betragt nur ± 2 mm.

240

M. Wiilk lind S. Sarkar

Anzah l der Bakterien/Klasse

400 350 300 250 200 150 100 50

o

o

0- 1

1 -2

) 3

2-3

Hemmklassen (Hemmhofdurchmesser) in mm

.

wz

D R. CHINA

_

R29 8

D

F11

Abb. 1. Antagonistisches Verhalten von fluoreszierenden Pseudomonaden gegenuber einigen Rhizoctonia solani-Stammen. Fig. 1. The antagonistic effect of fluorescent pseudomonads against some Rhizoctonia solani strains.

EinfluB steigender FeClrKonzentrationen auf den Antagonismus der fluoreszierenden Pseudomonaden Die Auswirkung von steigenden Eisenkonzentrationen auf das antagonistische Verhalten einiger fluoreszierender Pseudomonaden gegenuber Rhizoctonia so/ani und Pythium aphanidermatum ist in den nachfolgenden Tabellen 3/4 aufgeftihrt. Bei diesen beiden Versuchen wurde deutlich, daB die fluoreszierenden Pseudomonaden spatestens ab einer FeCI3-Konzentration von 30 umol keine Fluoreszenz mehr zeigten bzw. keine diffusiblen Siderophoren produzierten. Bei einigen Isolaten nahm auch der Hemmhofdurchmesser mit steigenden Eisenkonzentrationen nicht abo Es konnten bei diesen Versuchen keine hoheren Eisenmengen als 50 umol FeCl 3 den Medien beigemischt werden, da sowohl Rhizoctonia so/ani als auch Pythium aphanidermatum ihr Wachstum deutlich reduzierten und somit keine vergleichbaren Ergebnisse lieferten.

Diskussion Bei den Untersuchungen, bei denen Pseudomonaden gegeniiber Rhizoctonia so/ani und Pythium aphanidermatum gepriift wurden, stellte sich heraus, daB es Isolate gibt, die beide Pilze hemmen konnen. Interessant ist, daB der groBte Teil der isolierten Pseudomonaden jedoch keinen antagonistischen Effekt auf die untersuchten Pilze hatte. Dies wird deutlich bei der Betrachtung der O-Klassen in den Abbildungen 3 und 4. Diese Tatsache konnte darin ihren Grund haben, daB die Bakterien aus sehr verschiedenen Standorten isoliert wurden, wobei es dem Zufall uberlassen blieb, ob diese Proben aus suppressiven Boden stammten oder nicht. Es ist zu erwarten, daB die Haufigkeit von Antagonisten in suppressiven Boden hoher ist als in

Antagonism of Fluorescent Pseudomonads

241

Anzahl der Bakterien/Klasse

400 350 300 250 200 150 100 50

o

o

0- 1

1- 2

2 -3

)3

Hemmklassen (Hemmhofduchmesser) in mm

B

RU3

D

_

Ms 10

GT1

Abb. 2. Antagonistisches Verhalten von fluoreszierenden Pseudomonaden gegeniiber einigen Rhizoctonia solani-Stiimmen. Fig. 2. The antagonistic effect of fluorescent pseudomonads against some Rhizoctonia solani strains.

Tabelle I. Antagonismus von 10 fluoreszierenden Pseudomonaden gegeniiber 7 Rhizoctonia solani-Stiimmen (die Werte entsprechen den Hemmhofen in mm). Table I. Antagonism of 10 fluorescent pseudomonads against 7 Rhizoctonia solani strains (the values correspond to the zone of inhibition in mm). Bakt.Stamm

Rhizoctonia solani-Stiimme

WZ

GTl

R. CHINA

R298

FII

RU3

MSlO

PI6 P33 P44 P50 P51 P54 P56 P71 F6 F23

3 2 3 3 2 0 0 2 3 0

I 2 3 3 2 I 0 2 3 0

I 2 3 3 2 I 0 2 3 0

4 4 7 6 4 3 0 6 4 I

2 I 2 I I 0 0 2 3 0

3 2 3 I I 0 6 3 3 0

5 4 3 5 4 4 3 6 4 3

x

1,8

1,7

1,7

3,9

1,2

2,2

4,1

242

M.

wen und S. Sarkar

Anz ahl der Bakterien/Kl asse

600 500 400 300 200 100

o

o

0- 1

1- 2

2 -3

>3

Hemm klassen (Hemmhofd urchmesser) in mm ~ P. aphanidermatum

o

R. solan i Stamm WZ

R.solani Stamm R 600 Abb. 3. Antagonismus der von Bohnen isolierten fluoreszierenden Pseudomonaden gegeniiber Rhizoctonia solani und Pythium aphanidermatum. Fig. 3. Antagonism of fluorescent pseudomonads, which were isolated from beans, against Rhizoctonia solani and Pythium aphanidermatum.

nichtsuppressiven Boden. Weiterhin bleibt festzuhalten, daB ein einzelner Antagonist verschiedene Pilzisolate einer Pilzart nicht gleichstark hemmt. Diese Eigenschaft konnte sowohl gegenuber den getesteten Rhizoctonia solani-Stlimmen als auch gegenuber den PythiumIsolaten deutlich gemacht werden. Offenbar sind die einzelnen Pilzisolate gegenuber den von den Bakterien ausgeschiedenen Substanzen unterschiedlich empfindlich. Allgemein wird die Ansicht vertreten, daBdie antagonistische Wirkung von fluoreszierenden Pseudomonaden unter anderem auch auf der Ausscheidung von eisenbindenden Siderophoren beruht (Loper 1986; Scher und Baker 1982). Unter dem Begriff Siderophoren ist eine Vielzahl niedermolekularer Substanzen zusammengefaBt, die spezifisch Fe3+ binden konnen und von Mikroorganismen ausgeschieden werden, urn Eisenmangelbedingungen zu uberwinden (Lankford 1973; Neilands und Leong 1986). Nachgewiesen wurde auch, daB phytopathogene Bakterien wie Pseudomonas syringae, Agrobacterium tumefaciens, Erwina carotovora und Erwina amylovora in der Lage sind, Siderophoren auszuscheiden (Leong und Neilands 1982). Da Pseudomonaden Siderophoren in vitro nur unter Eisenmangelbedingungen ausscheiden, miiBte die antagonistische Aktivitat bei steigenden Eisenkonzentrationen nachlassen, wenn es sich urn einen siderophorenbedingten Antagonismus handeln wiirde. Da die Fluoreszenz der Kolonien unter UV-Licht bei einer Wellenlange von 366 nm durch die Siderophoren hervorgerufen wird (Teintze et al. 1981), miiBte der siderophorenbedingte Antagonismus nicht mehr wirksam oder zumindest stark reduziert sein, wenn die Fluoreszenz bzw. die Siderophorenbildung durch Eisengaben unterdriickt wiirde. Aus den Antagonistenversuchen mit steigenden Eisenkonzentrationen geht aber deutlich hervor, daB das nicht bei allen untersuchten Isolaten zutrifft. Die untersuchten Isolate stellten zwar alle ab 30 umol FeCl 3 ihre sichtbare Fluoreszenz ein, trotzdem waren einige noch dazu befahigt, die unter-

Antagonism of Fluorescent Pseudomonads

243

Anzahl der Bakterien/Klasse

1000 800 600 400 200

o

o

0 - 1

1- 2

2-3

>3

Hemmklassen (Hemmhofdurchmesser ) in mm

o

~ P.aphanidermatum

II1II

R.solan i Stamm WZ

R.solani Stamm R 600

Abb. 4. Antagonismus der von Gurken isolierten fluoreszierenden Pseudomonaden gegeniiber Rhizoctonia solani und Pythium aphanidermatum. Fig. 4. Antagonism of fluorescent pseudomonads, which were isolated from cucumber, against Rhizoctonia solani and Pythium aphanidermatum.

Tabelle 2. Das antagonistische Verhalten von 10 Pseudomonas-Isolaten gegeniiber 6 verschiedenen PythiumStiimmen (Hemmhofe in rom) Table 2. The antagonistic effect of 10 Pseudomonas-strains against 6 different Pythium-strains (the values correspond to the zone of inhibition in mm) Stamm

Pythium-Stiimme P. aphani.

P. ultimum

P2

P5

P7

P9

B 18 B25 B28 2 207 229 231 263 430 433

11

11

11

4 0 16 6 3 4 0 2 1

3 0 5 7 7 3 6 0

12 5 2 18 4 4 9 0 2 4

10 4 2

5 4 8 2 2 2

10 2 2 16 3 4 8 0 3 3

x

5,6

5, 1

4,7

5,9

6,0

4,3

4 1 17

17

17

3 2 1 1 3 0

244

M.

wen und S. Sarkar

Tabelle 3. EinfluB von steigenden Eisenkonzentrationen auf die antagonistische Aktivitiit von fluoreszierenden Pseudomonaden gegeniiber Pythium aphanidermatum (Hemmhofe in mm). Table 3. Effect of increasing concentrations of iron on the antagonism of fluorescent pseudomonads against Pythium aphanidermatum (the values correspond to the zone of inhibition in mm). Stamm

BI8 BII II 117 178 207 231 407 592 603

FeCl 3-Konzentration (umol) 0

10

20

30

40

50

18 4 8 4 6 5 7 9 3 8

18 4 10 2 6 I 2 8 2 2

18 4 10 2 5 0 2 8 2 2

18 4 7 2 3 I 2 8 2 7

18 3 6 I 3 0 I 8 2 8

18 2 5 I 2 0 I 9 2 9

Tabelle 4. EinfluB von steigenden Eisenkonzentrationen auf die antagonistische Aktivitiit von fluoreszierenden Pseudomonaden gegeniiber dem Rhizoctonia so/ani-Stamm WZ (Hemmhofe in mm). Table 4. Effect of increasing concentrations of iron on the antagonism of fluorescent pseudomonads against the Rhizoctonia so/ani strain WZ (the values correspond to the zone of inhibition in mm). Stamm

133 206 207 214 255 261 308 330 407 408 413 417 418 468 491 495 501 560 563 083 BI5

FeCh-Konzentration (urnol) 0

10

20

30

40

50

4 5

4 0 2 2 7 7 4 7 4 5 2 0 0 I 1 0 0 0 4 5 4

3 0 I I 7 7 0 6 3 2 I 0 0 0 0 3 0 0 4 5 5

3 0 0 I 7 7 0 6 3 2 I 0 0 0 0 2 0 0 4 5 6

3 0 0 0 7 7 0 6 2 2 0 0 0 0 0 2 0 0 2 5 5

2 0 0 0 7 7 0 2 0 I 0 0 0 0 0 2 0 0 0 5 5

6

4 7 8 8 6 7 5 2 5 6 4 7 5 4 5 5 5 4

Antagonism of Fluorescent Pseudomonads

245

suchten Pilze zu hemmen. Besonders deutlich zeigt sich das bei dem Stamm B 18, der einerseits gegeniiber Pythiumaphanidermatum den grofiten Hemmhof von 18 mm verursachte und andererseits diesen auch nicht bei einer Eisenkonzentration von 50 umol reduzierte. Es kann daher gefolgert werden, daB neben den Siderophoren noch andere Substanzen das antagonistische Verhalten beeinflussen. So scheiden viele Mikroorganismen als sekundaren Metabo1iten Cyanid aus, das direkt aus Glycin und Prolin gebildet wird (Knowles 1976) und auch schon in Wurze1exudaten nachgewiesen werden konnte (Curl und Truelove 1986; Rovira und Davey 1974). Auch konnten Bakker und Schippers 1987 zeigen, daB40% der Pseudomonaden, die aus der Rhizosphare von Kartoffeln isoliert wurden, Cyanid in vitro synthetisieren konnen.

Literatur Arx, J. A.: Pilzkunde, Verlag J. Cramer, 3301 Lehre, (1967), 309. Bakker, A. W., and B. Schippers: Microbial cyanide production in the rhizosphere in relation to potato yield reduction and Pseudomonas spp. - mediated plant growth stimulation. Soil. BioI. Biochem. 19 (1987), 451-457. Cook, R. J., and A.D. Rovira: The role of bacteria in the biological control of Gaeumannomyces graminis by suppressive soils. Soil. BioI. Biochem. 8 (1976), 269-273. Curl, E. A., and B. Truelove: The rhizosphere. Berlin: Springer-Verlag (1986). Katzne1son, H., E. A. Peterson and J. W. Rouatt: Phosphate dissolving microorganisms on seed and in the root zone of plants. Can. J. Bot. 40 (1962), 1181-1186. King, E. 0., M. K. Ward and D. E. Raney: Two simple media for the demonstration of pyocanin and fluorescin. J. Lab. Clin. Med. 44 (1954),301-307. Knowles, C. J.: Microorganisms and cyanide. Bacteriol. Rev. 40 (1976), 652-680. Lankford, C. L.: Bacterial assimilation of iron. Crit. Rev. Microbiol. 2 (1973), 273-331. Leong, S. A., and J. B. Neilands: Siderophore production by phytopathogenic microbial species. Arch. Biochem. and Biophys. 218 (1982),351-359. Loper, J. E.: Role of fluorescent siderophore production in biocontrol of Pythium ultimum by Pseudomonas fluorescens strain 3551. Phytopathology 76 (1986), 1069 (Abstract). Michael, A. H., and P. E. Nelson: Antagonistic effect of soil bacteria on Fusarium roseum "Culmorum" from carnation. Phytopathology 62 (1972), 1052-1056. Neilands, J. B., and S. A. Leong: Siderophores in relation to plant growth and disease. Ann. Rev. Plant Physiol. 37 (1986), 187-208. Rouatt, J. W., E.A. Peterson, H. Katznelson and V. E. Henderson: Microorganisms in the root zone in relation to temperature. Can. J. Microbiol. 9 (1963),227-236. Rovira, A. D., and C. B. Davey: Biology of,the rhizosphere. In: The plant root and its environment. ed. E. W. Carson, pp 153-204. Univ. Press Virginia Charlottesville (1974). Sarbini, G., and T. Kommedahl: Effect of bacterial seed treatment on stand and yield of soybeans in Phytophtora-infested soil. Proc. Am. Phytopathol. Soc. 4 (1977), 146. Scher, F. M., and R. Baker 1982: Effect of Pseudomonas putida and a synthetic iron chelator on induction of soil suppressiveness to Fusarium wilt pathogens. Phytopathology 72 (1982), 1567-1573. Smith, D.: In: Maintenance of microorganisms von B. E. Kirsop and J. J. S. Snell, eds. Academic Press London, New York (1984) 86. Teintze, M., M. B. Hossain, C. L. Barnes, J. Leong and van der Halm: Structure of ferric pseudobactin, a siderophore from a plant growth-promoting Pseudomonas. Biochem. 20 (1981), 6446-6457. Wolk, M., und S. Sarkar: Ein verbessertes Selektivmedium zur Isolation von fluoreszierenden Pseudomonaden. Zentralbl. Mikrobiol. 148 (1993), 88-94. Author's actress: Dr. M. Wiilk and Prof. S. Sarkar, Institute of Phytomedicine, University of Hohenheim (360), Otto-Sander-Str, 5, D -70593 Stuttgart-Hohenheim, Germany.