Apport des examens biologiques dans le diagnostic positif, la détermination de l’étiologie et le suivi d’une méningite suspectée bactérienne

Médecine et maladies infectieuses 39 (2009) 581–605

Texte d’experts

Apport des examens biologiques dans le diagnostic positif, la détermination de l’étiologie et le suivi d’une méningite suspectée bactérienne夽 Laboratory diagnosis of bacterial meningitis: Usefulness of various tests for the determination of the etiological agent E. Carbonnelle Service de microbiologie, hôpital européen Georges Pompidou, 20, rue Leblanc, 75908 Paris cedex 15, France Rec¸u le 15 janvier 2009 ; accepté le 20 f´evrier 2009 Disponible sur Internet le 23 avril 2009

Résumé Malgré les progrès réalisés dans le diagnostic et le traitement des infections, les méningites restent une cause importante de mortalité et de morbidité. Un diagnostic rapide et précis de l’agent étiologique est capital pour la prise en charge et l’évolution des méningites bactériennes. L’examen essentiel est l’analyse du liquide céphalorachidien (LCR). La coloration de Gram met en évidence des bactéries dans 50 à 80 % des cas et la culture est positive dans au mieux 80 % des LCR. Cependant, en cas de traitement précoce, la sensibilité de ces deux tests est inférieure à 50 %. L’analyse biochimique et cytologique du LCR manque aussi de spécificité et de sensibilité. Afin d’augmenter les preuves diagnostiques, d’autres tests biologiques sont disponibles. L’agglutination des particules de latex est adaptée à la détection des antigènes bactériens présents dans le LCR de patients suspects de méningites d’origine bactérienne. Ces tests permettent de détecter la plupart des germes responsables d’infection du système nerveux central mais ils manquent de sensibilité. De plus, dans les stades précoces des méningites aiguës, les signes cliniques et les perturbations du LCR sont très souvent non spécifiques ne permettant pas le diagnostic différentiel entre méningites bactériennes et méningites virales. Certains marqueurs comme la CRP, la procalcitonine (PCT) ou encore sTREM-1 peuvent être très utiles non seulement pour le diagnostic mais aussi pour différencier entre méningite bactérienne et méningite virale. Plus que jamais, le diagnostic des méningites bactériennes et leur prise en charge nécessitent différents tests biologiques ainsi qu’une approche multidisciplinaire. © 2009 Elsevier Masson SAS. Tous droits réservés. Mots clés : Méningite bactérienne ; CRP ; Procalcitonine

Abstract Despite breakthroughs in the diagnosis and treatment of infectious diseases, meningitis still remains an important cause of mortality and morbidity. An accurate and rapid diagnosis of acute bacterial meningitis is essential for a good outcome. The gold-standard test for diagnosis is CSF analysis. Gram staining of CSF reveals bacteria in about 50 to 80 % of cases and cultures are positive in at best 80 % of cases. However, the sensitivity of both tests is less than 50 % in patients who are already on antibiotic treatment. CSF leukocyte count and concentration of protein and glucose lack specificity and sensitivity for the diagnosis of meningitis. Other biological tests are available for the diagnosis. Latex agglutination test were adapted for rapid and direct detection of soluble bacterial antigens in CSF of patients suspected with bacterial meningitis. This test is efficient in detecting antigens of most common central nervous system bateria but lacks sensibility. Furthermore, in the early phases of acute bacterial and viral meningitis, signs and symptoms are often non specific and it is not always possible to make a differential diagnosis. Markers like CRP, procalcitonin, or sTREM-1 may be very useful for the diagnosis and to differentiate between viral and bacterial meningitis. Bacterial meningitis diagnosis and management require various biological tests and a multidisciplinary approach. © 2009 Elsevier Masson SAS. All rights reserved. Keywords: Bacterial meningitis; CRP; Procalcitonin

夽 Texte d’expert de la 17e conférence de consensus en thérapeutique anti-infectieuse – Prise en charge des méningites bactériennes aiguës communautaires (à l’exclusion du nouveau-né). Adresse e-mail : [email protected].

0399-077X/$ – see front matter © 2009 Elsevier Masson SAS. Tous droits réservés. doi:10.1016/j.medmal.2009.02.017

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1. Méthodes Pour répondre à cette question, la recherche a été réalisée en interrogeant plusieurs sources et banques de données (PubMed, The Cochrane Library, InVS, Inserm, CNRS) sur une période d’au minimum dix ans. Une première approche générale a été entreprise en utilisant les mots clés suivants : « meningitis/CSF/biological/bacteriologic/diagnosis/ diagnostic/repeated lumbar puncture ». Cela a permis de définir les principaux axes de recherche. Dans un second temps, une approche beaucoup plus ciblée a été faite en fonction du test biologique étudié (ex : procalcitonin/sTREM-1/CRP, etc.) toujours dans le cadre des méningites. Cette recherche a été parfois étendue au cadre des septicémies lorsque les données de la littérature étaient jugées insuffisantes pour se limiter au seul contexte des méningites. Par ailleurs, les méningites chirurgicales postopératoires ou post-traumatiques, les méningites survenant sur un terrain particulier (ex : immunodépression) ou secondaire à un geste thérapeutique ont été considérées comme hors sujet par rapport au cadre de cette conférence de consensus. Seuls les articles de langue anglaise et franc¸aise, édités dans des revues à comité de lecture ont été retenus. De nombreux tests biologiques, de nombreux marqueurs ont été évalués pour faire le diagnostic des méningites bactériennes. Certains tests appartiennent clairement au domaine de la recherche et ne sont pas utilisés en pratique courante. D’autres au contraire ne sont peut-être pas encore du domaine courant pour tous les laboratoires, mais ont probablement une place importante à jouer dans un avenir proche parmi l’ensemble des examens complémentaires réalisés pour parvenir au diagnostic. 2. Épidémiologie des méningites bactériennes Un grand nombre de bactéries peuvent être responsable de méningites et l’introduction de nouveaux vaccins dans le calendrier vaccinal a modifié l’épidémiologie des méningites bactériennes depuis ces dernières années. En effet, les méningites dues à Haemophilus influenzae de type b ont pratiquement disparu depuis la vaccination systématique [1]. De même, l’introduction du vaccin antipneumococcique conjugué heptavalent depuis

janvier 2003 entraîne une diminution de l’incidence des méningites et des bactériémies à Streptococcus pneumoniae en particulier chez les enfants de moins de deux ans [2]. Les principaux germes responsables des méningites communautaires sont : Streptococcus pneumoniae, Neisseria meningitidis, Streptococcus pyogenes, Streptococcus agalactiae, Escherichia coli, Haemophilus influenzae, Listeria monocytogenes. En France, les cas de méningites bactériennes sont suivis au niveau national par plusieurs systèmes de surveillance : la déclaration obligatoire, le réseau des laboratoires hospitaliers EPIBAC, les Centres nationaux de référence. Par ailleurs, les cas pédiatriques sont aussi déclarés par l’observatoire des méningites bactériennes de l’enfant créé par le groupe de pathologie infectieuse pédiatrique (GPIP) (Tableau 1) [3]. La connaissance de l’épidémiologie dans une population donnée et pour une pathologie donnée permet d’adapter au mieux la pratique biologique afin d’affirmer le diagnostic dans la plus grande majorité des cas. L’étude épidémiologique précise des méningites bactériennes sort du domaine d’investigation de ce chapitre, le tableau ci-dessous (Tableau 1) est donné à titre indicatif. Par ailleurs, les suspicions d’infections à germes peu habituels dans ce cadre clinique doivent impérativement être précisées aux biologistes. 3. Tests biologiques permettant le diagnostic des méningites bactériennes 3.1. Liquide céphalorachidien (LCR) En cas de suspicion de méningite bactérienne, le premier geste à réaliser dans un but diagnostique est la ponction lombaire. En dehors de toutes contre-indications, elle est indispensable afin d’obtenir le LCR dont l’analyse biologique permet d’établir le diagnostic de méningite et de préciser l’origine étiologique (Tableau 2). La ponction lombaire peut être différée en présence de signes neurologiques focaux, comme un œdème papillaire ou une instabilité cardiaque, et un examen scanographie en urgence doit alors être demandé afin d’évaluer la présence d’un abcès cérébral ou d’un œdème généralisé. Le liquide céphalorachidien est recueilli dans trois tubes stériles pour analyse respectivement

Tableau 1 Répartition des méningites par bactéries et par tranche d’âge (GPIP, ACTIV 2001-2004) [4,5]. Distribution of meningitis according to bacterium and by age range (GPIP, ACTIV 2001–2004) [4,5]. Sarlangue et al.

Bingen et al.

Âge (mois)

Inférieur 2

Entre 2 et 24

Supérieur à 24

Total

Total

Total ( %) N. meningitidis ( %) Sérogroupe B Sérogroupe C Autres S. pneumoniae ( %) H. influenzae ( %) S. agalactiae ( %) E. coli ( %) Autre ( %)

359 (21,1) 26 (7,2) 18 6 2 15 (4,2) 0 197 (54,9) 90 (25,1) 31 (8,6)

715 (42) 306 (42,8) 177 (24,8) 88 (12,3) 41 (5,7) 328 (45,9) 31 (4,3) 24 (3,4) 11 (1,5) 15 (2,1)

629 (36,9) 450 (71,5) 231 (36,7) 156 (24,8) 63 (10) 152 (24,2) 11 (1,8) 0 0 16 (2,5)

1703 782 (45,9) 426 (25) 250 (14,7) 106 (6,2) 495 (29,1) 42 (2,5) 221 (13) 101 (5,9) 62 (3,6)

1084 599 (55,3) 310 203 86 362 (33,4) 27 (2,5) 55 (5,1) 13 (1,2) 28 (2,5)

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Tableau 2 Différents syndromes biologiques observés après l’étude des paramètres chimiques, cytologiques et bactériologiques du LCR [6–8]. Various biological syndromes observed after studying chemical, cytological, and bacteriological parameters of CSF [6–8]. Aspect

Cellules

Protéinorachie

Glycorachie

Germes

LCR normal Méningite purulente bactérienne

Limpide, « eau de roche » Trouble

< 5/mm3 (adulte) > 500/mm3 PNN altérés

0,15–0,45 g/L Augmentée

2/3 de la glycémie Basse

Méningite virale

Clair

Nl ou augmentée

Nl

Méningite tuberculeuse Méningite listérienne

Limpide ou aspect dépoli Clair ou trouble

100–500/mm3 Lymphocytaire 50-300/mm3 lymphocytaire Formule panachée

0 S. pneumoniae N. meningitidis H. influenzae Entérovirus (Coxsackie)

Augmentée Augmentée

Basse Nl ou basse

M. tuberculosis L. monocytogenes

biochimique, microbiologique et cytologique [6]. Par ailleurs, un recueil sur trois tubes permet de différencier la piqûre vasculaire de l’hémorragie méningée. Chez l’adulte, on prélève 2 à 5 mL de LCR. Les tubes sont ensuite immédiatement acheminés au laboratoire dont l’examen est une urgence et doit être traité sans délai. L’interprétation des résultats d’un LCR est un outil indispensable pour le diagnostic d’un grand nombre de pathologies neurologiques. De nombreuses mesures sont réalisables à partir de cet échantillon, néanmoins tous les tests ne sont pas systématiquement réalisés et dépendent, d’une part, du volume recueilli et, d’autre part, de l’orientation clinique. Il est clair que la probabilité de détecter et d’isoler un germe dépend du volume utilisé pour l’analyse. La confrontation des données bactériologiques, biochimiques et cytologiques du LCR permet de définir des syndromes biologiques cohérents. 3.1.1. Aspect du LCR Le LCR normal est clair, classiquement « eau de roche ». Diverses étiologies entraînent des modifications de son aspect, il peut apparaître hémorragique (l’hémorragie méningée est différenciée de la piqûre vasculaire lors du prélèvement si l’on a réalisé les 3 tubes), xanthochromique ou encore trouble. L’aspect trouble du LCR est directement lié à l’hyperleucocytose présente dans le LCR, ce trouble apparaissant dès la présence de 200 globules blancs par millimètre cube [7]. Tous les degrés existent depuis la méningite virale à liquide clair, la méningite tuberculeuse avec liquide classiquement dépoli, la méningite bactérienne à liquide franchement trouble et le LCR « eau de riz » de la méningite purulente à méningocoque. Il est assez rare de retrouver dans les données de la littérature des précisions concernant l’aspect du LCR. Dans l’étude de Pusponegoro et al., sur les 11 cas de méningites bactériennes prouvées, huit LCR ont un aspect trouble [9]. Dans l’étude de Roca et al., concernant les méningites tuberculeuses, 65 % des LCR ont un aspect normal [10]. 3.1.2. Cytologie Un LCR normal est dépourvu d’éléments figurés (< 5/mm3 chez l’adulte et < 20/mm3 chez le nouveau-né) et la réaction cellulaire observée lors des méningites bactériennes est secondaire à l’infection. Les cellules ont une origine vasculaire et non méningée. Classiquement, une méningite purulente se définit par la présence de 500 éléments par mm3 à prédominance de polynucléaires neutrophiles plus ou moins altérés. L’augmenta-

tion des leucocytes supérieurs à 1000 éléments par millimètre cube est présente chez 87 % des patients et 99 % des patients ont plus de 100 éléments par millimètre cube. Il est par ailleurs habituel de compter moins de 100 éléments par mm3 dans les méningites d’étiologies virales. En cas de ponction lombaire traumatique avec effraction sanguine, une augmentation artificielle des leucocytes est observée. Cette augmentation est évaluée à une leucocyte pour 500 à 1000 globules rouges par millimètre cube (valable si la leucocytose sanguine n’est pas trop perturbée). Dans l’étude de La Scolea et al., les auteurs montrent une corrélation entre le nombre de polynucléaires neutrophiles et l’inoculum bactérien, 67 % des LCR avec une cellularité importante ont un inoculum bactérien supérieur à 103 CFU/mL (p < 0,01). De même, lorsque le nombre de CFU/mL est inférieur à 103 CFU/mL, les polynucléaires neutrophiles sont rarement vus à l’examen microscopique du LCR. Néanmoins, il existe des faux négatifs avec des inoculums bactériens élevés sans polynucléaires dans le LCR [11]. Dans l’étude de Dunbar et al., la plupart des méningites positives en culture ont un Gram positif (87,5 %) et une hyperleucocytose dans le LCR (67,5 %) [12]. Les différentes situations cliniques compliquent cette approche. En effet, la formule cytologique d’une méningite bactérienne traitée précocement par antibiotiques devient en fonction du temps panachée, voire lymphocytaire. Il n’est pas rare dans le cas des méningites à méningocoque d’avoir une cytologie lymphocytaire lorsque la PL est réalisée précocement (au début de la maladie) et l’on estime à environ 10 % le nombre de méningites bactériennes avec prédominance lymphocytaire [13]. De même, de nombreuses méningites bactériennes peuvent se présenter avec un LCR normal si la PL est réalisée très précocement [14–16]. Par ailleurs, environ 10 % des méningites bactériennes à méningocoques peuvent se présenter avec un LCR « normal » [17]. Il est à noter que les méningites virales ont habituellement une formule à prédominance lymphocytaire même si les méningites à entérovirus sont quant à elle à prédominance de polynucléaires. 3.1.3. Biochimie 3.1.3.1. Glycorachie. Il n’existe pas pour ce dosage d’intervalle de normalité. Classiquement, la glycorachie doit s’interpréter en même temps que la glycémie qui doit être prélevée en même temps. La glycorachie doit correspondre au deux tiers de la glycémie. Les variations de la glycorachie sont plus importantes chez le nouveau-né que chez l’adulte. En général, les méningites

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Tableau 3 Valeurs moyennes de la protéinorachie, glycorachie et de la cytologie rencontrées dans les méningites bactériennes, virales et chez les sujets témoins. Mean values of proteinorachia, glycorachia, and cytology observed in bacterial and viral meningitis, and in controls. Réf.

Type d’étude

Échantillons inclus

Van Gastel et al., 2007 Brivet et al., 2005 Taskin et al., 2004 Van de Beek et al., 2004 Richardson et al., 2003 Saravolatz et al., 2003

[22] [20] [25] [24] [23] [21]

Rétrospective Rétrospective Prospective Prospective Prospective Prospective

70 144 54 696 281 74

Groupe méningites bactériennes n Leucocytes LCR (mm3 ) 39 90 22 696 38 17

Formule (moyenne %)

7733 (1–99882) 700 (51–2540) 953 ± 268 7753 ± 14736 9880 (13–59000) 6703 ± 14726

– PNN : 90 – – – PNN : 71 L : 18 M: 7 Groupe méningites virales

Protéinorachie (g/L)

Glycorachie (mmol/L)

Glycorachie/ Glycémie

1,94 (< 0,1–12,6) 2,5 (1–6) 2,04 ± 1,33 4,9 ± 4,5 4,17 (0,4–13,5) 0,391 ± 0,6

3,19 (< 1,1–5,3) 2,1 (0,6–4) 1,71 ± 1,22 – 1,7 (< 1,1–5,2) 2,8 ± 1,21

– – – 0,2 ± 0,2 – –

Auteurs (année)

Réf.

Type d’étude

Échantillons inclus

n

Leucocytes LCR (mm3 )

Formule (moyenne %)

Protéinorachie (g/L)

Glycorachie (mmol/L)

Van Gastel et al., 2007 Brivet et al., 2005

[22] [20]

Rétrospective Rétrospective

70 144

– 2826

Taskin et al., 2004 Van de Beek et al., 2004 Richardson et al., 2003 Saravolatz et al., 2003

[25] [24] [23] [21]

Prospective Prospective Prospective Prospective

54 696 281 74

22 – – 37

– 110 (42–320) 81 (41–370) 174 ± 130 – – 377 ± 319

– PNN > 35 PNN < 35 – – – PNN : 56 L : 27 M : 19

– 0,8 (0,5–1,1) 0,8 (0,6–1,3) 0,51 ± 0,2 – – 0,88 ± 0,59

– 3,4 (3,1–3,4) 3,4 (3,1–3,7) 3,19 ± 0,93 – – 3,19 ± 0,6

Groupe témoin non infecté Auteurs (année)

Réf.

Type d’étude

Échantillons inclus

n

Leucocytes LCR (mm3 )

Formule (moyenne %)

Protéinorachie (g/L)

Glycorachie (mmol/L)

Van Gastel et al., 2007 Brivet et al., 2005 Taskin et al., 2004 Van de Beek et al., 2004 Richardson et al., 2003 Saravolatz et al., 2003

[22] [20] [25] [24] [23] [21]

Rétrospective Rétrospective Prospective Prospective Prospective Prospective

70 144 54 696 281 74

– – 10 – – 20

– – 0 – – 0

– – – – – –

– – 0,28 ± 0,11 – – 0,61 ± 0,76

– – 4,18 ± 0,69 – – 3,52 ± 0,71

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Auteurs (année)

E. Carbonnelle / Médecine et maladies infectieuses 39 (2009) 581–605

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Tableau 4 Sensibilité, spécificité de la coloration de Gram dans les syndromes méningés. Sensitivity, specificity of Gram staining in meningeal syndromes. Auteurs

Ref

Inclusion

Gram±

Se

Sp

VPP

VPN

Pusponegoro et al. Surinder et al. Marcos et al. Dunbar et al. Van Gastel et al.

[9] [29] [30] [12] [22]

16 65 57 2635 37

Richardson et al. Brivet et al.

[23] [20]

38 144

1/15 10/50 10/25 53/2582 Nm : 6/22 Spn :8/13 25/38 53/90

16,6 66,6 40 73,5 27 62 66 59

100 100 100 99,9 100 100 100 100

100 100 100 94,3 100 100 100 100

66,6 90,9 68 99,3 74 92 95 60

Inclusion : nombre d’échantillon de l’étude ; Gram ± : nombre d’examen de la coloration de Gram positif/negative ; culture ± : culture positive/negative ; Se : sensibilité ; Sp : spécificité ; VVP : valeur prédictive positive ; VPN : valeur prédictive negative ; Nm : N. meningitides ; Spn : S. pneumoniae.

bactériennes provoquent une baisse de la glycorachie, ce qui n’est habituellement pas le cas pour les méningites virales. La baisse de la glycorachie n’est pas spécifique des infections bactériennes et elle se rencontre dans de nombreuses situations cliniques. Le rapport entre la glycorachie et la glycémie est le plus souvent employé. 3.1.3.2. Protéinorachie. La protéinorachie est l’un des indicateurs les plus sensibles d’atteinte du système nerveux central. Dans un LCR normal, les nouveaux-nés ont des taux supérieurs à ceux des adultes (1,5 g/L vs. 0,15 à 0,45 g/L). Le taux adulte est atteint entre six et 12 mois [18]. Les taux d’un LCR normal sont donnés à titre indicatif, les techniques de dosage pouvant être différentes. Une élévation de la protéinorachie se rencontre dans de nombreuses pathologies notamment en cas d’infection. Elle est faussement augmentée en cas de ponction traumatique et un facteur correctif permet d’ajuster le taux de protéines (soustraire 0,01 g/L par tranche de 1000 leucocytes par mm3 ) [19]. Dans l’étude de Brivet et al., les auteurs montrent que la protéinorachie élevée est significativement associée aux méningites bactériennes avec une aire sous la courbe ROC 0,83 (IC95 % 0,759–0,901) [20]. 3.1.3.3. Chlorurocharie. Leur taux normal est compris entre 700 et 750 mg/mL (120–130 mEq/L) exprimés en NaCl. Ce sont surtout les hypochlorurorachies qui présentent un intérêt clinique. Elles sont rencontrées dans plusieurs contextes cliniques (ex : pneumonies à pneumocoque) notamment lors des méningites tuberculeuses (taux < 500 mg/mL). Classiquement, une baisse rapide dans les premiers jours de la chlorurorachie est un signe de gravité, en revanche un retour à des valeurs normales a une valeur pronostique favorable. En dehors du cadre des méningites tuberculeuses, une baisse modérée est parfois rencontrée lors des méningites purulentes. Les résultats concernant la cytologie et la biochimie du LCR au cours des méningites bactériennes sont résumés dans le Tableau 3 [20,21–25]. 3.1.4. Examen direct et coloration 3.1.4.1. Gram. La coloration de Gram est rapide, simple, fiable et elle ne coûte presque rien. De nombreuses études ont montré que la sensibilité de cette technique varie entre 60 et 97 %

pour une spécificité qui approche les 100 % en l’absence de traitement antibiotique (Tableau 4) [26,27]. En cas de traitement précoce, la sensibilité est généralement comprise entre 40 et 60 %, voire moins [28]. L’efficacité de cette technique dépend de la charge bactérienne présente dans l’échantillon qui peut être considérablement réduite en cas de prise d’antibiotique. Il est généralement admis qu’un inoculum d’au moins 105 bactéries/mL est nécessaire pour être visible par la coloration de Gram. En effet, pour un inoculum inférieur à 103 bactéries/mL, la sensibilité de la coloration de Gram est de 25 %, pour un inoculum compris entre 103 et 104 , elle est de 60 % et de 97 % pour un inoculum supérieur à 105 bactéries/mL [11]. Dans cette même étude, les auteurs démontrent que plus de 56 % des LCR positifs en culture ont une charge bactérienne supérieure à 105 CFU/mL. La sensibilité de la coloration de Gram est largement augmentée en concentrant le LCR par cytocentrifugation (cytospin centrifugation) [31]. Par cette technique, les chances d’observer un germe au Gram sont augmentées d’un facteur 100 [32]. Actuellement, la plupart des laboratoires utilisent cette technique. La sensibilité du Gram varie en fonction de l’agent bactérien isolé, elle est généralement élevée et proche de 100 % pour le pneumocoque, inférieure à 50 % pour L. monocytogenes [7,33]. Dans l’étude de Lessing et al., 3161 LCR ont été analysés rétrospectivement. Les auteurs montrent que la sensibilité du Gram par rapport aux LCR avec cultures positives est de 100 % pour S. pneumoniae, 91,3 % pour H. influenzae et 76,2 % pour N. meningitidis [34]. Dans l’étude de Tunkel et al., la sensibilité du Gram est de 75 % pour les LCR prélevés avant traitement et elle est inférieure à 50 % pour les LCR prélevés après traitement [35]. Des résultats similaires sont obtenus dans l’étude de Samra et al. Chez des sujets non traités, 13/18 (72,2 %) sont positifs au Gram et seulement 2/4 (50 %) pour les sujets ayant rec¸u un antibiotique. Concernant le groupe des méningites à pneumocoque, 15/22 (68 %) sont positives à la coloration de Gram [36].

3.1.4.2. Acridine orange. Il a été démontré que la coloration par l’acridine orange des LCR permet de détecter 104 CFU/mL. Néanmoins, malgré ce gain de sensibilité (82,2 % pour l’acridine vs 76,7 % pour le Gram) [27], aucune publication

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Tableau 5 Sensibilité, spécificité, valeur prédictive positive et négative des principaux kits de détection des antigènes solubles de N. meningitidis dans le LCR. Sensitivity, specificity,and predictive value (positive and negative) of the main kits for the detection of soluble N. meningitidis antigens in CSF. Tests utilisés

Difco Murex/Wellcome Sanofi/Pasteur

Sensibilité

Spécificité

Valeur prédictive positive

Valeur prédictive négative

Tous (%)

A, B, C (%)

Tous (%)

A, B, C (%)

Tous (%)

A, B, C (%)

Tous (%)

A, B, C (%)

92 95 100

93 97 100

67 88 82

98 100 98

87 96 90

97 100 97

78 83 100

98 98 100

récente n’utilise ce test dans le diagnostic des méningites bactériennes. 3.1.4.3. Recherche de BAAR. Il est évident que la recherche d’une méningite tuberculeuse doit être clairement orientée par le clinicien. La recherche de BAAR (coloration de Ziehl-Neelsen ou coloration à l’auramine) n’est pas un examen réalisé systématiquement. Les résultats sont assez rarement positifs de 10 à 30 %, voire 40 % selon les études [37–40]. Ce résultat peut être augmenté si plusieurs lames sont examinées avec dans l’étude de Niu et al., 87 % de positivité pour quatre lames observées au lieu de 40 % pour une seule lame [41]. Dans l’étude de Roca et al., la recherche de BAAR est positive dans un seul cas (4 %) [10]. La recherche de BAAR à partir du culot de centrifugation du LCR augmente la sensibilité [42]. 3.1.5. Méthodes de détection de composants bactériens 3.1.5.1. Agglutination latex. 3.1.5.1.1. Technique classique. La détection d’antigènes solubles bactériens dans le LCR des patients atteints de méningites peut être un important outil diagnostic. En effet, cet examen est simple d’exécution et d’interprétation, il est rapide et les résultats ne sont pas ou peu modifiés par un traitement antibiotique préalable. Un des intérêts majeur de ce test est de pouvoir diagnostiquer précocement dans les cas de méningites à méningocoque, le sérogroupe et permettre ainsi de débuter rapidement une vaccination des sujets proches s’il est couvert par le vaccin. Néanmoins, il existe de faux positif et un test d’agglutination au latex négatif n’exclut pas une méningite bactérienne. Ce test repose sur l’agglutination de particules de latex sensibilisées par des anticorps spécifiques à partir de sérum ou d’urine mais pour la confirmation diagnostic de méningite, l’antigène bactérien doit être détecté dans le LCR. Les principaux kits commerciaux utilisés permettent ainsi de détecter : Neisseria meningitidis A/B/C/Y/W135, Escherichia coli K1, Haemophilus influenzae type b, Streptococcus pneumoniae, Streptococcus agalactiae (ex : Pastorex® Meningitis Kit, Murex Biotech). Les données de la littérature évaluant la valeur de ce test dans le diagnostic des méningites bactériennes datent pour la plupart de plus de dix ans. Les variations importantes entre les différentes études (intervalle de sensibilité entre 50 et 100 %) s’expliquent en partie par l’utilisation de kits différents, par des contextes cliniques variables (études regroupant des cas sporadiques, études sur des épidémies avec des germes ciblés) et sur des populations étudiées parfois très différentes [6]. Une certaine controverse concernant l’utilité de ce test existe, cependant en cas de cellularité élevée dans le LCR, il est dans la grande majo-

rité des cas réalisé dans la plupart des laboratoires malgré son coût. Certaines études se sont intéressées à comparer les différents kits commerciaux entre eux. Van Der Ende et al. ont calculé la sensibilité et la spécificité de trois techniques différentes pour l’identification ciblée des antigènes de N. meningitidis à partir de souches en culture. Les résultats sont présentés en fonction de l’ensemble des sérogroupes testés (A, B, C, X, W135, Y, Z) ou par rapport aux principaux (A, B et C) (Tableau 5). Ces trois kits sont performants pour faire le groupage des sérogroupes les plus fréquents de N. meningitidis (A, B et C), en revanche, il manque de sensibilité pour les sérogroupes plus rares (X, W135, Y, Z) [43]. Dans une étude indienne de 2002 comparant trois approches diagnostiques différentes (contre immuno-électrophorèse, agglutination des particules de latex et co-agglutination) pour la détection des antigènes pneumococciques, Rai et al., sur 95 échantillons de LCR obtenus de patients suspectés de méningite, montrent que le test d’agglutination (Murex Biotech) a une sensibilité, une spécificité et une valeur prédictive plus élevées que pour les deux autres tests [44]. Dans l’étude récente de Surinder et al., l’agglutination des particules de latex dans le LCR a été évaluée quant à son pouvoir diagnostic étiologique (Pastorex® Meningitis Kit® ). Ce test, qui a été réalisé chez 65 patients (enfants et adultes) présentant une symptomatologie clinique évocatrice de méningite, a été comparé aux résultats de la culture et de la coloration de Gram. La culture du LCR a été positive chez 15 patients (23,1 %) (4 N. meningitidis [26,7 %], 3 S. pneumoniae [20 %], 2 E. coli [13,3 %], 2 Acinetobacter sp. [13,3 %], 1 K. pneumoniae [6,6 %], 1 S. agalactiae [6,6 %], 1 S. aureus [6,6 %], 1 P. aeruginosa [6,6 %]). À l’exception des cinq germes pour lesquels il n’existe pas de test d’agglutination, ce qui représente une vraie limitation de cet examen, les dix autres LCR positifs en culture étaient positifs en agglutination soit 15,4 % sur l’ensemble des patients inclus. Pour les 50 LCR négatifs en culture, deux tests d’agglutination étaient faussement positifs (agglutination avec N. meningitidis A) chez des patients ayant rec¸u une antibiothérapie préalable. Malheureusement, il n’a pas été réalisé pour ces deux cas d’examens complémentaires (ex : PCR spécifiques) permettant d’affiner le diagnostic étiologique. Bien que la pléiocytose soit présente (> 50 cellules/mm3 ), la glycorachie abaissée (< 2,8 mmol/L) et la protéinorachie élevée (> 100 mg/mL), il est difficile d’affirmer que le test d’agglutination des particules de latex soit ici faussement positif ou correspondant au contraire à de vraies méningites positives décapitées par une antibiothérapie préalable [29].

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Dans une étude de 2006, Borel et al. se sont intéressés à l’apport des tests d’agglutination des particules de latex (Pastorex® Meningitis Kit® ) dans l’épidémie de méningites à méningocoque de sérogroupe A survenue au Niger en 2003 ; 488 patients ont été inclus dans cette étude. Le diagnostic bactériologique de méningite à méningocoque du groupe A était affirmé sur la culture ou sur la PCR positive. La sensibilité de ce test sur l’ensemble des cas étudiés est de 88 % (IC 95 % 85–91) et une spécificité de 93 % (IC 95 % 90–95). La valeur prédictive positive est de 97 % (IC 95 % 95–98) et la valeur prédictive négative de 75 % (IC 95 % 71–79). Lorsque le test est réalisé après un examen direct (lecture de la coloration de Gram), la sensibilité est alors de 97 % (IC 95 % 94–99), la spécificité de 91 % (IC 95 % 88–95), la valeur prédictive positive de 98 % (IC 95 % 96–99) et négative de 88 % (IC 95 % 85–92) [45]. Les résultats obtenus en contexte épidémique et sur culture ou PCR positives montrent que le test Pastorex® a une bonne sensibilité, une bonne spécificité dans la population étudiée et permet en cas d’épidémie à méningocoques d’obtenir rapidement le sérogroupe. Dans l’étude de Djibo et al., réalisée aussi en contexte épidémique sur 599 LCR (population du Niger et du Burkina-Faso), la sensibilité et la spécificité pour la détection de N. meningitidis de sérogroupe A est respectivement de 86,6 % (IC 95 % 81,3–90,6) et 92,8 % (IC 95 % 87,3–96,2). Les résultats concernant N. meningitidis du groupe W135 sont sensiblement identiques avec une sensibilité de 85 % (IC 95 % 78,6–89,7) et une spécificité de 97,4 % (IC 95 % 93,1–99,2). Par ailleurs, ce test a aussi permis l’identification de S. pneumoniae et H. influenzae autres agents responsables de méningites bactériennes. Il est à noter que ces résultats sont obtenus à partir d’échantillons positifs en contexte épidémique [46]. Une des limitations du Pastorex® test est qu’il ne distingue pas les sérogroupes Y et W135. Dans une étude rétrospective portant sur 146 patients (âge moyen : 16 mois) atteints de méningites bactériennes, 42 % avait rec¸u un traitement antérieur à la réalisation de la PL. Les tests d’agglutination étaient positifs dans 87 % des cas ayant rec¸u un traitement et parmi eux, 25 % avaient une culture négative du LCR, justifiant pour les auteurs la réalisation de cet examen à but diagnostique dans le cadre des méningites traitées précocement [47]. Des résultats différents ont été obtenus dans l’étude de Nigrovic et al. En effet, sur 176 enfants suspectés de méningites ayant rec¸u un traitement antibiotique précoce et pour lesquels la culture du LCR était négative, les tests d’agglutination (Murex® Biotech) étaient tous négatifs (IC 95 % 0–1,7). En revanche, sur les échantillons pour lesquels la culture est positive, la sensibilité du test est de 59 % (IC 95 % 43–73) pour S. pneumoniae et de 44 % (IC 95 % 22–69) pour N. meningitidis [48]. Tarafdar et al., dans une étude rétrospective de 2001 ont évalué la sensibilité des tests d’agglutination Murex Biotech sur des échantillons dont l’examen direct ou la culture sont négatifs. La définition des cas de méningite est clinique et biologique notamment en prenant en compte les anomalies du LCR et sont exclus les cas pour lesquels il n’existe pas de test d’agglutination au latex pour le germe identifié (ex : L. monocytogenes, S. aureus). Sur les 30 échantillons analysés, quatre sont positifs en agglutination des particules de latex (13,5 %). Parmi les 28 échantillons

587

pour lesquels la culture est négative, deux tests d’agglutination sont positifs soit en sensibilité de 7 % mais une fois encore la preuve de la négativité de la culture n’a pas été contrôlée par une PCR. Sur les deux prélèvements dont l’examen direct est négatif mais la culture positive à S. pneumoniae, le test d’agglutination est positif à S. pneumoniae soit une sensibilité de 100 %. Le nombre d’échantillon est cependant trop faible pour pouvoir tirer une conclusion néanmoins cette étude illustre bien les différences obtenues par ces tests en fonction de la population étudiée, du caractère positif de la culture du LCR [49]. Dans l’étude rétrospective de Perkins et al., 5169 tests d’agglutination (Murex® Biotech et Becton Dickinson Microbiology Systems) ont été analysés (786 urines, 478 LCR, 3 liquides pleuraux, 1 liquide synovial). Sur l’ensemble des échantillons, 57 tests sont positifs (1,1 %) dont uniquement 22 considérés comme vrais positifs (0,4 %). Concernant les 478 LCR, sept tests sont positifs (0,3 %) dont cinq vrais positifs pour lesquels l’examen de la coloration de Gram était positive. Ces résultats montrent le manque de sensibilité de cette technique quel que soit la nature de l’échantillon (LCR, urine, liquide pleural). Plusieurs facteurs limitent l’utilisation clinique de ces tests d’agglutination. La spécificité antigénique imparfaite, l’existence de réactions croisées (Tableau 6), la quasi disparition des méningites à H. influenzae limitent la justification de ce test [50]. Hayden et al., dans leur étude rétrospective ont analysés 6370 tests d’agglutinations des particules de latex. Dans les urines, la sensibilité et la spécificité sont respectivement de 28,6 et 86,7 %, et pour les LCR, 70 et 99,4 % respectivement. Par ailleurs, ils retrouvent 13 faux négatifs et 59 faux positifs. Les valeurs prédictives positives et négatives sont respectivement dans les urines de 7 et 97 % et dans les LCR de 78 et 99 %. Les auteurs ne préconisent pas de réaliser ce test et ce d’autant qu’il est coûteux [51]. 3.1.5.1.2. Technique sensibilisée par l’utilisation d’ultrasons. Afin d’augmenter la sensibilité des tests d’agglutination des particules de latex, une nouvelle approche a été développée en utilisant des ultrasons. En effet, il a été démontré que l’utilisation des ultrasons augmente les Tableau 6 Réactions croisées des tests d’agglutination au latex. Cross reaction of latex agglutination tests. Cibles des tests

Réactions croisées

S. pneumoniae

Streptocoques a hémolytiques S. agalactiae N. meningitidis K. pneumoniae S. aureus Streptocoques du groupe G S. pneumoniae Proteus sp. S. aureus S. pneumoniae N. meningitidis E. coli H. parainfluenzae E. coli

S. agalactiae

H. influenzae type b

N. meningitidis

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interactions entre les antigènes bactériens et les anticorps fixés sur les billes facilitant les contacts entre les particules. Par cette technique, les seuils de sensibilité sont augmentés d’un facteur 16 à 128 [52]. Par ailleurs, cette technique n’augmente pas les réactions non spécifiques [53]. Dans une étude de Sobanski et al., portant sur l’utilisation de trois kits commerciaux différents (Murex® , Pastorex® et Slidex® ), la technique des ultrasons appliquée à l’identification des échantillons infectés par N. meningitidis (A, C, Y et W135) augmente la sensibilité avec un gain de l’ordre de 40 % (40 % pour un test classique, 80 % avec les ultrasons). Cette augmentation est plus marquée pour le sérogroupe C. En revanche, il n’y a pas de différence significative pour les trois kits testés [54]. Dans une étude de Gray et al., 90 patients suspectés d’avoir une infection à méningocoque ont été inclus. Le but de cette étude est de comparer trois techniques différentes (PCR, agglutination latex classique, agglutination après ultrasons) pour le diagnostic et le sérotypage de N. meningitidis dans des échantillons cliniques (plasma, sérum et LCR). Parmi l’ensemble des échantillons étudiés, la présence de méningocoque a été détectée dans 49 % avec la technique des ultrasons et dans 10 % seulement par la technique classique (28 % par la culture). Dans le groupe des prélèvements confirmés (par culture ou par PCR), 84 % sont détectés pas l’agglutination avec ultrasons et 22 % par l’agglutination classique. Quelle que soit la technique, il n’a pas été constaté d’erreur au niveau du sérotype [55]. Barnes et al. ont analysé l’apport de la technique d’agglutination avec ultrasons par rapport à la technique classique (Murex® ). Dans le groupe (méningites ou sepsis) pour lequel une preuve bactériologie est apportée, le test classique est positif dans 15 échantillons sur les 35 (43 %), ce qui représente 13 patients sur 24 (54 %) alors que le test sensibilité par les ultrasons est positif dans 21 échantillons (60 %) pour 18 patients sur 24 (75 %). La sensibilisation de la technique classique par les ultrasons permet d’améliorer significativement les résultats. Les résultats obtenus sur les urines ou le sérum de ces patients montrent une faible efficacité de ces tests dans le diagnostic et la présence de faux positifs à partir des prélèvements urinaires (contamination par du streptocoque du groupe B) conduisent les auteurs à une très grande réserve quant à l’utilisation des ces tests dans l’urine ou le sérum [53]. Des résultats similaires ont été obtenus par Boyer et al., qui concluent aussi leur étude sur une grande prudence concernant l’utilisation des tests d’agglutination à partir d’échantillons urinaires [56]. Dans une autre étude réalisée par Jenkins et al., 46 échantillons de différente nature provenant de 36 patients ont été analysés (Tableau 7). La sensibilisation de la technique d’agglutination des particules de latex par les ultrasons augmente la sensibilité du test néanmoins la réalisation de ces tests sur des échantillons autres que le LCR, quelle que soit la technique, ne présente pas une sensibilité élevée [57]. 3.1.5.2. Immunochromatographie (ICT). 3.1.5.2.1. Détection de Streptococcus pneumoniae. Ce test rapide et simple détecte les molécules de polysaccharide-C contenues dans la paroi de tous les Streptococcus pneumoniae (et de S. mitis [58]) quels que soient les sérotypes (Binax NOW S. pneumoniae test) et permet le diagnostic précoce d’infection

Tableau 7 Comparaison des techniques classiques et sensibilités aux ultrasons dans le test d’agglutination au latex [57]. Comparison of usual techniques and sensitivity to ultrasounds in the latex agglutination test [57]. Test

Nombre de positifs/Nombre testés ( %)

Agglutination classique Agglutination sensibilisée aux ultrasons

LCR

Sérum

Urine

7/14 (50 %) 11/14 (79 %)

3/13 (23 %) 8/13 (62 %)

4/27 (15 %) 7/27 (26 %)

à pneumocoques. Devant l’émergence de souches résistantes, le diagnostic précoce d’infection à S. pneumoniae permet une meilleure prise en charge thérapeutique. Initialement utilisé pour le diagnostic des pneumonies à pneumocoque (approuvé par la Food and Drug Administration en 1999), ce test a été évalué par Marcos et al., à partir de l’urine et du LCR de patients adultes suspectés de méningites bactériennes. Vingt-cinq patients avec méningites suspectées dont 14 prouvées sur le plan bactériologique et 32 sujets témoins ont été inclus (Tableau 8). La détection des antigènes pneumococciques dans le LCR et dans l’urine montre une sensibilité et une spécificité de 100 % pour le diagnostic de méningite à pneumocoque. La spécificité est confirmée par la négativité du test chez les sujets témoins qui ne sont pas suspectés d’infection. Parmi les patients suspectés de méningite pour lesquels la preuve bactériologique n’a pas pu être faite (n = 11), quatre ont un test positif, la plupart de ces patients ayant rec¸u un traitement antibiotique avant leur inclusion ce qui peut expliquer la négativité de la culture. Dans cette étude, il existe une corrélation parfaite entre les tests réalisés à partir des urines et ceux à partir du LCR, résultats obtenus sur une petite cohorte [30]. Dans une étude similaire réalisée en pédiatrie sur un nombre important d’échantillons (n = 519), Samra et al. [36] obtiennent des résultats présentés dans le Tableau 9. Dans le groupe 1, la sensibilité du test est de 95,4 % à partir du LCR et de 57,1 % à partir des prélèvements urinaires. L’absence de tests positifs dans le LCR pour les deux autres groupes donne une spécificité de 100 %. Une limitation majeure de ce test à partir des prélèvements urinaires est qu’il peut être positif lors d’une colonisation du nasopharynx par le pneumocoque ce qui Tableau 8 Évaluation du test Binax à partir d’urine et de LCR pour des sujets suspectés de méningites bactériennes [30]. Evaluation of the Binax test on urine and CSF samples from patients with presumptive bacterial meningitis [30]. Total

LCR Gram

LCR culture

Hémoculture

Test urinaire

Patients avec méningites (n = 25) S. pneumoniae 8 6 N. meningitidis 4 4 H. influenzae 1 0 L. monocytogenes 1 0 Sans diagnostic 11 0

8 3 1 1 0

6 3 0 1 0

8 0 0 0 4

Sujets témoins (n = 32) Sans diagnostic 32

0

0

0

0

E. Carbonnelle / Médecine et maladies infectieuses 39 (2009) 581–605 Tableau 9 Résultats du test Binax dans le LCR et l’urine d’après l’étude de Samra et al. [36]. Results of the Binax test on urine and CSF samples according to Samra et al. [36]. Culture LCR

Test Binax NOW S. pneumoniae

Groupe

LCR

Urine

Groupe 1 : positifs à S. pneumoniae (n = 22)

Positif

Positif

12

Positif Positif Négatif Négatif

Négatif NT Négatif Négatif

8 1 1 22

Négatif Négatif

Positif Négatif

5 407

Négatif

Positif

63

Groupe 2 : positifs autres bactéries (n = 27) Groupe 3 : patients témoins (n = 470) Total

Nombre de patients

589

sont positifs par ce test dix jours après le début du traitement et un plus de 20 jours après [61]. Angoulvant et al. reportent deux cas de méningites à pneumocoque chez des enfants dont les tests Binax NOW étaient positifs huit et neuf semaines après l’épisode initial [62]. 3.1.5.2.2. Détection de Neisseria meningitidis. Récemment, un test similaire au test Binax a été développé pour le diagnostic du méningocoque (RDT : Rapid Diagnostic Test). Deux immunochromatographies en duplex permettent de détecter les sérogroupes A, W135 et Y (RDT1 ), d’une part, et les sérogroupes C et Y, d’autre part, (RDT2 ). Chanteau et al. ont évalué ce test à partir de souches de références mais aussi à partir d’échantillons de LCR (Tableau 10). Ces résultats doivent être confirmés par des études complémentaires sur des échantillons plus importants, notamment avec d’autres sérogroupes et à partir de prélèvements de nature différentes (urine, sérum) [63].

519

NT : non testé car patient dialysé.

est très fréquent chez les enfants [59,60]. En effet, Saha et al. ont montré que dans une population d’enfants (Bangladesh) en bonne santé (volontaires sains de l’étude) âgés de moins de cinq ans, la détection des antigènes pneumococciques par ICT sur les urines est positive dans 51 % des cas (102/200) [36]. Cela peut expliquer la positivité des tests (dans l’étude de Samra et al.) chez 63 patients non infectés du groupe témoin et pour cinq patients ayant une méningite non à pneumocoque (Tableau 9). Cela conduit les auteurs à préconiser de faire ce test à partir du LCR chez les patients pour lesquels une méningite bactérienne est suspectée et de ne pas le faire à partir de l’urine ce d’autant que la sensibilité est faible (57,1 %) [36]. Saha et al. ont par ailleurs démontré que sur 450 enfants inclus (346 enfants suspectés de méningite et 104 sujets témoins), 122 cas sont positifs à pneumocoque (culture n = 87, PCR n = 35). Le test Binax NOW réalisé sur le LCR est positif dans l’ensemble de ces cas soit une sensibilité de 100 % pour la détection de ce germe (122/122). Par ailleurs, tous les LCR dont la culture est positive avec d’autres germes (n = 236) sont négatifs par ce test donnant une spécificité de 100 %. Pour les 110 LCR négatifs en cultures, tous les tests binax NOW positifs (n = 35) ont été confirmés par PCR (LytA). Par ailleurs, 11 patients ont été suivis sur plusieurs jours, tous

3.1.6. Culture 3.1.6.1. Cultures standards. La mise en culture du LCR reste l’examen biologique de référence pour le diagnostic de méningite bactérienne. Positif, la culture affirme le diagnostic, identifie l’agent étiologique, étudie sa sensibilité aux antibiotiques ce qui permet d’adapter secondairement le traitement en fonction de la sensibilité observée. Malheureusement, les résultats de cet examen ne sont pas immédiats nécessitant 24 à 48 heures parfois plus. Il est, par ailleurs, difficile d’appréhender la sensibilité de ce test. En effet, la prise d’antibiotique avant la réalisation de la ponction lombaire justifiée et légale dans certaines formes cliniques, les délais d’acheminement du prélèvement au laboratoire incompatible avec la survie de germes particulièrement fragiles, l’inoculum bactérien très faible sont autant de raisons pouvant expliquer une culture négative. Néanmoins, cette technique demeure le gold standard pour le diagnostic de méningites bactériennes (Tableau 11). Les milieux ensemencés sont sélectionnés pour permettre la croissance des germes les plus fréquemment isolés dans les méningites communautaires quelles que soient leurs exigences. Le choix des milieux se définit au sein de chaque laboratoire en fonction du guide des bonnes exécutions des analyses. Peu d’études décrivent précisément les milieux utilisés. Classiquement, deux géloses au sang de mouton (5 %) aéroanaérobie et une gélose au sang cuit avec suppléments poly-vitaminiques

Tableau 10 Évaluation de deux tests d’immunochromatographies dans la détéction d’antigènes de N. meningitidis [63]. Evaluation of two immunochromatography tests used to dectect N. meningitidis antigens [63]. Échantillons

RDT1

RDT2

Sérogroupe A

Sérogroupes W135 et Y

Sérogroupe C

Sérogroupe Y

Cultures (108 cfu/mL)

Sp % (IC 95 %) Se % (IC 95 %)

100 (96,6–100) (n = 112) 100 (82,4–100) (n = 18)

100 (95,1–100) (n = 75) W135 : 100 (88,6–100) (n = 30) Y : 100 (88,6-100) (n = 25)

100 (96–100) (n = 94) 100 (64,5–100) (n = 7)

100 (95,2–100) (n = 76) 100 (86,6–100) (n = 25)

LCR

Sp % (IC 95 %) Se % (IC 95 %)

97,1 (94,3–98,5) (n = 272) 93,8 (90–96,1) (n = 255)

99,4 (98,2–99,8) (n = 479) W135 : 100 (92,6–100) (n = 48) Y : 100 (51–100) (n = 46)

99,6 (98–99,9) (n = 276) Effectif insuffisant

100 (98,6–100) (n = 272) 100 (51–100) (n = 4)

Sp : spécificité, Se : sensibilité.

590

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Tableau 11 Sensibilité, spécificité, valeurs prédictives négatives et positives de la culture du LCR dans les syndromes méningés. Sensitivity, specificity, and predictive value (positive and negative) of CSF culture in meningeal syndromes. Auteur

Ref

Inclusion

Culture ±

Se

Sp

VPP

VPN

Pusponegoro et al. Surinder et al. Marcos et al. Dunbar et al. Saravolatz et al. Van Gastel et al.

[9] [29] [30] [12] [21] [22]

16 65 57 2635 74 37

Bryant et al. Richardson et al.

[64] [23]

24 38

6-Nov 15/50 13/25 284/2351 15/74 Nm : 4/23 Spn :5/14 15/24 21/38

55 78 53 94 88 17 36 63 55

100 98 100 91 98 100 100 100 100

100 94 100 23 94 100 100 100 100

50 92 73 99.8 97 71 86 100 93

Inclusion : nombre d’échantillon de l’étude ; Gram ± : nombre d’examen de la coloration de Gram positif/negative ; culture ± : culture positive/negative ; Se : sensibilité ; Sp : spécificité ; VVP : valeur prédictive positive ; VPN : valeur prédictive negative ; Nm : N. meningitides ; Spn : S. pneumoniae.

sont ensemencées et incubées à 37 ◦ C sous 5 à 10 % de CO2 pour les atmosphères aérobies. Dans certaines études, un milieu d’enrichissement est ensemencé et incubé à 37 ◦ C. Les milieux sont examinés chaque jour et cela pendant cinq jours dans la plupart des cas [6,12,29,45,63]. Il est évident que des milieux supplémentaires peuvent être réalisés guidés par les résultats de la coloration de Gram. Dans l’étude de Saha et al., les auteurs ont montré, dans une population pédiatrique, que la culture parmi les enfants suspectés de méningites bactériennes était positive dans 236 cas sur 346 (68 %). Parmi ces 346 cas, 32 % avait rec¸u un traitement antibiotique (111/346) dont 6 % avait encore une culture positive (22/346) [61]. 3.1.6.2. Milieux d’enrichissement. Les milieux d’enrichissements sont parfois utilisés pour permettre la culture de germes à croissance difficile comme les anaérobies, certains champignons et levures. En pratique courante, ils ne sont pas ensemencés systématiquement car l’apport de ce milieu dans le diagnostic des méningites bactériennes a été remis en question dans plusieurs études. Dans la plupart des cas, les cultures positives en milieux d’enrichissement sont considérées comme des contaminations (flore de type cutanée). Dans une étude rétrospective de Lessing et al., 3161 LCR ont été analysés (Tableau 12). Les auteurs font remarquer que tous les patients suspectés de méningites bactériennes ont un LCR qui présente des anomalies avec une cytologie supérieure à cinq éléments par millimètre cube ou une coloration de Gram positive. Par ailleurs, la majorité des milieux d’enrichissement positifs sont considérés comme des contaminants. Ils ne préconisent donc pas de faire ces milieux si le LCR présente des anomalies [34]. Des conclusions similaires sont obtenues avec l’étude rétrospective de Dunbar et al. Sur les 2635 LCR étudiés, 220 germes sont considérés comme contaminants dont 121 identifiés uniquement par le milieu d’enrichissement [12]. 3.1.6.3. Cas particuliers. En cas de suspicion de méningite tuberculeuse, trois milieux de Löwenstein-Jensen sont ensemencés (ou autres milieux spécifiques). Il est nécessaire d’ensemencer des volumes importants. La culture nécessite au mieux quatre à huit semaines d’incubation et elle peut rester

négative. En aucun cas, il ne faut attendre la preuve bactériologique avant de débuter un traitement antituberculeux si la présomption de méningite tuberculeuse est forte. 3.1.7. Étude de la sensibilité aux antibiotiques L’obtention d’une bactérie isolée en culture pure permet non seulement d’affirmer le diagnostic en identifiant l’agent responsable mais aussi d’étudier la sensibilité de ce dernier aux antibiotiques. Dans le cas des méningites d’origine bactérienne, la réalisation de l’antibiogramme est indispensable. La méthode utilisée doit être parfaitement standardisée (inoculum, milieux, température et durée d’incubation, etc). Il est grandement conseillé de suivre les recommandations du comité de l’antibiogramme de la Société franc¸aise de microbiologie (CA-SFM) en France [65]. L’antibiogramme se propose de fournir pour une souche isolée suspectée être responsable de la pathologie donnée, une catégorisation clinique exprimée classiquement en sensible, intermédiaire ou résistant. Pour effectuer cette catégorisation, il est essentiel de déterminer la concentration minimale inhibitrice (CMI) ou les diamètres de zones d’inhibition. La confrontation Tableau 12 Apport des milieux d’enrichissement dans la culture du LCR d’après Lessing et al. [34]. Contribution of CSF culture enrichment according to Lessing et al. [34]. LCR positifs en culture classique H. influenzae N. meningitidis S. pneumoniae S. agalactiae Autres Total

23 21 13 4 3 64 (2 %)

Vrais positifs en milieux d’enrichissement N. meningitidis

2 (0,9 %)

Faux positifs en milieux d’enrichissement SCN Corynebactéries Micrococcus sp. Autres Total

164 18 9 26 217 (6,9 %)

SCN : staphylocoques à coagulase négative.

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de cette CMI à des concentrations critiques permet la catégorisation en trois classes. Cette catégorisation clinique est un guide essentiel pour la prise en charge thérapeutique. Il existe de nombreuses techniques permettant d’obtenir les CMI pour une souche donnée. La réalisation technique de la caractérisation des CMI (par diffusion, en milieu liquide, avec des automates, par E-test, etc) en fonction du germe isolé sort du cadre de ce chapitre, une fois encore, il est grandement conseillé de se reporter au guide du CA-SFM [65]. L’évolution de la résistance des bactéries aux antibiotiques impose donc la réalisation de cet examen pour toute culture positive dans le cadre des méningites bactériennes. L’émergence et la fréquence croissante d’isolement de souches de S. pneumoniae de sensibilité diminuée à la pénicilline nécessite dans bien des cas une modification de la prise en charge thérapeutique et la détermination des CMI est particulièrement indiquée afin de détecter ces souches. La détection de ces souches n’est pas si aisée et ne peut pas se faire par la technique de diffusion en milieu gélosé à l’aide d’un disque de pénicilline G [66]. Le dépistage de telles souches nécessite l’utilisation d’un disque d’oxacilline. Les CMI de l’oxacilline sont en effet fortement augmentée en cas de sensibilité diminuée à la pénicilline G [67]. Le CA-SFM recommande l’utilisation en routine du disque chargé à 5 ␮g ce qui permet de détecter une diminution de la sensibilité aux ␤-lactamines [65]. Néanmoins, en cas d’infection sévère, la détermination précise des CMI est justifiée pour les antibiotiques dont les propriétés pharmacodynamiques sont compatibles avec une efficacité thérapeutique comme par exemple l’amoxicilline, le céfuroxime, le céfotaxime, la ceftriaxone, etc. Bien que la méthode de référence pour la détermination des CMI soit la dilution en milieu gélosé de Mueller-Hinton additionné de 5 % de sang de cheval, il est pour des raisons pratiques recommandé d’utiliser des bandelettes imprégnées d’un gradient de concentrations d’antibiotiques (Etest® ). Cette technique rapide et simple est largement utilisée en pratique quotidienne mais de par son coût assez élevé, elle reste réservée aux infections sévères, aux échecs thérapeutiques ou à certains cas particuliers comme la recherche de pneumocoques de sensibilité diminuée. Il existe une très bonne corrélation entre les résultats obtenus avec les E-test® et la technique de référence [68]. L’utilisation des ces E-test® , fortement recommandée pour les pneumocoques, peut être étendue aux autres espèces bactériennes isolées du LCR, en fonction des pratiques du laboratoire.

591

3.2. Polymerase chain reaction (PCR) Même si son utilisation est de plus en plus utilisée en pratique courante, cette technique de PCR n’est pas encore considérée comme la technique de référence pour le diagnostic rapide en bactériologie. En effet, pour les laboratoires utilisant cette technique, elle n’est pas disponible 24 h/24 h et son utilisation nécessite certaines précautions. D’après les données de la littérature, il est nécessaire de distinguer, d’une part, les PCR visant à détecter la présence d’ADN bactérien dans un prélèvement biologique sans pouvoir toujours identifier à cette étape la nature précise de l’agent bactérien. C’est par exemple le cas des PCR dont la cible choisie pour l’amplification code pour les ARN 16S. Cette amplification a pour premier but non pas d’identifier la bactérie mais de la détecter. Dans un second temps, le séquenc¸age de ce fragment amplifié peut permettre l’identification précise si le polymorphisme de séquence du germe en question le permet. D’autre part, il existe des PCR permettant la détection et l’identification dans un même temps. Le choix des oligonucléotides pour ces PCR va permettre d’amplifier un gène précis pour un agent bactérien donné (ex : le gène crgA pour N. meningitidis). En théorie, la PCR peut détecter la présence d’une bactérie vivante ou non dans un échantillon, la pratique courante est un peu différente. Dans l’étude de Backman et al., le seuil de détection varie en fonction du germe, il est de 103 CFU/mL pour N. meningitidis, H. influenzae, S. pneumoniae, de 104 CFU/mL pour E. coli et de 105 CFU/mL pour L. monocytogenes et S. agalactiae [69]. Quelle que soit la PCR, de nombreuses causes sont responsables de l’absence d’amplification, par exemple la présence d’inhibiteurs dans l’échantillons, de mauvaises extractions d’ADN, des cibles altérées (ADN dégradé) ou des cibles dont la séquence est différente de celle des oligonucléotides utilisés. La PCR peut aussi être utilisée pour la surveillance épidémiologique. Les résultats sont obtenus rapidement (2–3 h), parfois avant ceux de la culture. De nombreux cas cliniques font état de l’utilisation de cette technique dans le cadre des méningites bactériennes. En effet, la prise en charge thérapeutique précoce, avant la réalisation des prélèvements, a pour conséquence de voir diminuer le nombre de tests biologiques positifs (ex : Gram, culture). Lorsque les tests sont négatifs, la PCR est parfaitement justifiée et dans le cadre des méningites bactériennes, elle peut être dans un premier temps de dépistage (ARN 16S) [70] ou d’emblée spécifique des germes les plus fréquemment rencontrés. Plusieurs approches de

Tableau 13 Apport de la PCR dans le diagnostic étiologique des méningites bactériennes d’après Chanteau et al. [80]. Contribution of PCR to the etiological diagnosis of bacterial meningitis according to Chanteau et al, [80]. Culture

PCR multiplex N.meningitidis

N.meningitidis S.pneumoniae H.influenzae Contamination Négatif Total

Total S.pneumoniae

H.influenzae

Négatif

80 0 0 28 57

0 29 0 7 18

0 0 15 4 12

10 4 1 58 527

90 33 16 97 614

165

54

31

600

850

592

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PCR ont été développées et validées pour les principaux germes responsables de méningites [69,71–78]. Dans une étude prospective de 2004 à 2005 (laboratoire de référence des méningites, Brésil), Pedro et al. ont évalué l’apport de la PCR multiplex (N. meningitidis (crgA), S. pneumoniae (ply) et H. influenzae (bexA)) dans le cadre des méningites suspectées bactériennes avec cliniquement la présence d’un rash cutané et des cultures négatives du LCR. Sur les 71 LCR analysés, 70 sont positifs en PCR (98 %) ainsi que trois hémocultures sur cinq, soit 96 % sur l’ensemble des prélèvements. Toutes les amplifications positives sont à N. meningitidis. Il est à noter que la coloration de Gram est positive à diplocoques à Gram négatif dans 27 LCR. Dans un second temps, une autre PCR multiplex permet d’obtenir le sérotype des méningocoques (gènes siaD, orf-2) [71], cela permet le cas échéant de débuter rapidement une vaccination préventive. On peut néanmoins regretter dans cette étude le faible nombre d’échantillons ainsi que l’absence d’amplification pour les autres germes qui s’explique parfaitement par le choix d’inclusion des patients avec rash cutané essentiellement lié au méningocoque [79]. Dans l’étude prospective de Chanteau et al., 3791 LCR ont été testés par PCR multiplex (N. meningitidis (crgA), S. pneumoniae (lytA) et H. influenzae (bexA)). Les échantillons sont positifs dans 40,8 % (1547/2791) par PCR et dans 16 % (151/945) par culture (p < 106 ). Par ailleurs, certains LCR (850) prélevés et acheminés le jour même au laboratoire ont été ensemencés et testés par PCR (Tableau 13) [80]. Dans l’étude prospective de Bronska et al., la PCR a été évaluée dans le cadre des maladies invasives à méningocoques. Trente-sept patients ont été inclus, neuf septicémies (24 %) et 28 méningites (76 %) sur les critères suivants : • une culture positive à N. meningitidis dans un site normalement stérile (n = 20) ou ; • une clinique évocatrice avec test au latex positif ou Gram positif (n = 5) ou ; • une clinique évocatrice avec autre agent bactérien isolé (n = 12). Plusieurs ponctions lombaires ont été réalisées par patients (à j0 et à j5 voir avant si l’évolution clinique était défavorable) ainsi que des hémocultures avec au final 60 LCR et 144 prélèvements sanguins. La PCR est positive pour 17 prélèvements sanguins (45,9 %) et pour 34 LCR (91,9 %). Les résultats détaillés sont résumés dans les Tableaux 14 et 15. Par ailleurs, les PCR sont restées positives dans le LCR jusqu’à sept jours et jusqu’à cinq jours

Tableau 14 Comparaison de la PCR, LAT et de la culture dans les maladies invasives à méningocoques avant et après traitement d’après Bronska et al. [81]. Comparison of PCR, LAT, and culture in meningococcal invasive diseases before and after treatment according to Bronska et al. [81]. Test

Tests effectués (n)

Résultats positifs

Prélèvements de LCR Avant traitement PCR LAT Culture Après traitement PCR LAT Culture

21 15 23 16 9 14

21 (100 %) 9 (60 %) 12 (52 %) 13 (81 % 2 (22 %) 1 (7 %)

0,07 0,1 0,01

Prélèvements sanguins Avant traitement PCR LAT Culture Après traitement PCR LAT Culture

17 12 26 20 14 10

8 (47 %) 5 (42 %) 12 (46 %) 9 (45 %) 4 (29 %) 2(20 %)

1 0,68 0,25

pour les prélèvements sanguins. Cela suggère que l’élimination de l’ADN bactérien est plus long dans le LCR [81]. Dans une étude de Taha et al., du Centre national de référence des méningocoques, les auteurs se sont intéressés à l’apport de cette technique dans le diagnostic des maladies invasives à méningocoques (Tableau 16). Deux cent vingt-cinq échantillons ont été inclus et divisés en cinq catégories : • une culture positive à N. meningitidis (n = 33) ; • une culture négative mais Gram ou test au latex positif (n = 20) ; • une culture et autres tests négatifs mais anomalies cytologique et biochimique du LCR (n = 147) ; • une culture positive à d’autres germes (n = 10) ; • un groupe témoin à LCR normal (n = 15). Ces résultats montrent que la sensibilité de ce test est très élevée dans les cas confirmés, sur le plan bactériologique en revanche, bien que plus faible (38,4 %), ce test est intéressant dans la catégorie 3 la plus difficile, puisque sans preuve bactériologique avec un LCR anormal. On peut regretter dans ces derniers cas, l’absence d’investigations supplémentaires (recherche virale) permettant d’affiner le diagnostic [71]. Ces résultats sont similaires (31 %) à ceux obtenus par Newcombe et al., et par Tzanakaki et al., qui ont utilisé la PCR dans les cas suspectés de maladies invasive à méningocoque [82,83].

Tableau 15 Comparaison de la PCR, LAT et de la culture dans les maladies invasives à méningocoques d’après Bronska et al. [81]. Comparison of PCR, LAT, and culture in meningococcal invasive diseases according to Bronska et al. [81]. Présentation clinique

Sepsis Méningites

PCR positive n (%)

LAT positif n (%)

LCR

Sérum

LCR

Sérum

LCR

Sérum

7 (78) 27 (100)

7 (88) 11 (40)

O 12 (57)

O 9 (43)

1 (11) 12 (43)

3 (33) 11 (41)

PCR : polymerase chain reaction ; LAT : test d’agglutination au latex.

Valeur p

Culture positive n (%)

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593

Tableau 16 Apport de la culture, de la coloration de Gram, du LAT et de la PCR dans les maladies invasives à méningocoques d’après Taha et al. [71]. Contribution of culture, Gram staining, LAT, and PCR in meningococcal invasive diseases according to Taha et al. [71]. Catégorie

n

Culture −

1 2 3 4 5 Total

Gram

LAT

PCR

+

−

+

ND

−

+

ND

−

+

22 13 78 10 15

0 13 78 0 15

22 0 0 10 0

9 1 31 0 15

8 12 0 0 0

5 0 47 10 0

4 0 17 0 15

8 13 0 0 0

10 0 61 10 0

1 1 48 10 14

21 (95,4 %) 12 (92,3 %) 30 (38,4 %) 0 (0 %) 1 (6,6 %)

138

106

32

56

20

62

36

21

81

74

64 (46,3 %)

LAT : test d’agglutination au latex (Pastorex® ). Tableau 17 PCR en temps réel dans le LCR pour identifier N. meningitidis et S. pneumoniae d’arpès Van Gastel et al. [22]. Realt time PCR used to identify N. meningitidis and S. pneumoniae according to Van Gastel et al. [22].

N. meningitidis [23] S. pneumoniae [14]

Test

Sensibilité

Spécificité

VVP

VPN

ctrA ply

20/23 (87 %) 14/14 (100 %)

45/47 (96 %) 56/56 (100 %)

20/22 (91 %) 14/14 (100 %)

45/48 (94 %) 56/56 (100 %)

VPP : valeur prédictive positive ; VPN : valeur prédictive négative.

Il est nécessaire de distinguer les études réalisées à partir d’échantillons ayant une preuve bactériologique pour lesquels la sensibilité de la technique est de 90 % environ. En revanche, lorsque cette technique est appliquée aux échantillons tout venant, la sensibilité est beaucoup plus faible comprise entre 20 et 50 %. Dans les deux cas, la spécificité est grande. Une variante de cette technique est la PCR en temps réelle (Real-time PCR). Les techniques de PCR en temps réel (amplification, détection en système clos) offrent une réponse intéressante car elles limitent les risques de contamination, d’une part, et permettent une quantification grâce au développement de système permettant de lier de fac¸on proportionnelle la quantité de molécules amplifiées à l’intensité de fluorescence mesurée. Cette technique parfaitement automatisable simplifie l’étape de détection car elle ne nécessite pas de détection post-PCR ni de manipulation imposant l’ouverture des tubes PCR. Par ailleurs, les résultats sont obtenus plus rapidement que par la technique classique. Van Gastel et al. ont évalué l’apport de cette technique pour identifier N. meningitidis et S. pneumoniae dans les LCR (Tableau 17) [22]. Dans l’étude de Corless et al., cette technique a été évaluée en intégrant, d’une part, la détection de H. influenzae et, d’autre part, des échantillons cliniques variés (LCR, plasma, sérum et sang total) par rapport à l’étude précédente. Les résultats obtenus à partir d’échantillons confirmés en culture sont présentés dans le Tableau 18. Ces résultats montrent l’apport de cette technique non seulement à partir du LCR mais aussi à partir des prélèvements sanguins [84]. Bryant et al. ont comparé dans une étude prospective la Nested-PCR (porA) avec la PCR en temps réel (ctrA). Parmi les 118 enfants inclus, 24 ont une maladie invasive à méningocoque prouvée (méningite, septicémie). La nested-PCR était positive dans 21 cas sur 24 soit une sensibilité de 88 % alors que la PCR temps réel était positive dans 23 cas sur 24 soit une sensibilité de 96 % (IC 95 % 79–99). La spéci-

ficité de la PCR temps réel est de 100 % (IC 95 % 96–100), la valeur prédictive positive et négative respectivement de 100 % (IC 95 % 85–100) et 99 % (IC 95 % 94–100). Par ailleurs, les auteurs montrent que la PCR à partir du sang peut rester positive jusqu’à neuf jours après le début du traitement dont les deux tiers après 72 heures [64]. L’ensemble des résultats des études analysées est résumé dans le Tableau 19 [21–23,64,69,71,79–81,83,84]. 3.3. Autres examens bactériologiques complémentaires 3.3.1. Hémocultures Il est classiquement reconnu qu’environ 50 % des hémocultures prélevées lors d’une suspicion d’infection invasive à méningocoque sont positives en l’absence de traitement. Le nombre d’hémocultures positives décroît fortement (< 5 %) si un traitement antibiotique est débuté précocement [85–87]. La Scolea et al. mettent en évidence une relation entre la charge bactérienne dans le LCR et l’inoculum dans le sang ; la phase septicémie précède dans la plupart des cas la méningite. En effet, pour les 22 patients avec plus de 103 CFU/mL dans le LCR, 16 (73 %) ont une bactériémie élevée supérieure Tableau 18 PCR en temps réel dans le LCR, plasma, sérum et sang total pour le diagnostic de N. meningitidis, H. influenzae et S. pneumoniae d’après Corles et al. [84]. Real time PCR used with CSF, plasma, serum, and whole blood samples for the diagnosis of N. meningitidis, H. influenzae, and S. pneumoniae acording to Corles et al. [84].

N. meningitidis H. influenzae S. pneumoniae np : non précisé.

Test

LCR (%)

Plasma

Sérum

Sang total

Spécificité

ctrA bexA ply

88,40 100 91,30

90,40 np 92,30

80,60 np 92,30

82.40 np np

100 100 100

594

Tableau 19 Apport de la PCR dans le diagnostic des méningites bactéreinnes. Contribution of PCR to the diagnosis of bacterial meningitis. Réf

Type d’étude

Nombre d’échantillons

Échantillons avec preuve bactériologique

Type de PCR

Germes ciblés

Cible

PCR positive

PCR positive par germe

Chanteau et al., 2006

[80]

Prospective

3791

Groupe sans

PCR multiplex

crgA lytA bexA

1547/3741 (40,8 %)

Pedro et al., 2007

[79]

Prospective

71

Groupe avec

PCR multiplex

crgA ply bexA

70/71 (98 %)

1237/3741 (32,6 %) 221/3741 (5,8 %) 89/3741 (2,3 %) –

Bronska et al., 2005

[81]

Prospective

37

Groupe avec

crgA ARN 16S

34/37 (91,9 %)

–

Saravolatz et al.,. 2003

[21]

Prospective

74

Groupe sans

PCR Semi nested PCR Broad Range Bacterial PCR

N. meningitidis S. pneumoniae H. influenzae N. meningitidis S. pneumoniae H. influenzae N. meningitidis Tous

ARN 16S

17/74 (23 %)

–

Taha, 2000

[71]

Prospective

225

PCR multiplex

N. meningitidis

crgA orf2 siaD

Backman et al., 1999

[69]

Rétrospectif

33

Groupe avec Groupe sans Groupe avec Groupe avec

PCR Semi nested PCR

ARN 16S

– – – –

Van Gastel et al., 2007

[22]

Rétrospectif

37

Groupe avec

Real-time PCR

Corless et al., 2001

[84]

Prospective

81

Groupe avec

Real-time PCR

Bryant et al., 2004

[64]

Prospective

24

Groupe avec

Tzanakaki et al., 2005

[83]

Prospective

336

Groupe sans

Nested-PCR Real-time PCR PCR multiplex

N. meningitidis S. pneumoniae H. influenzae S. agalactaie L. monocytogenes N. meningitidis S. pneumoniae N. meningitidis H. influenzae S. pneumoniae N. meningitidis

17/17 (100 %) 101/225 (46 %) 49/53 (93 %) 32/33 (97 %)

ctrA ply ctrA bexA ply porA ctrA crgA ply bexA

20/23 (87 %) 14/14 (100 %) 32/36 (89 %) 9/9 (100 %) 33/36 (92 %) 21/24 (88 %) 23/24 (96 %) 102/336 (30 %)

– – – – – – – N.m : 93,9 % S.p : 92,3 % H.i : 88 %

Richardson et al., 2003 Gray et al.,1999

[23] [55]

Prospective Prospective

38 125

Groupe avec Groupe avec Groupe sans Groupe avec

IS 1106 ctrA siaD

62/67 (92 %) 37/38 (97 %) 77/125 (62 %) 32/42 (76 %)

– – – –

PCR Real-time PCR

N. meningitidis S. pneumoniae H. influenzae N. meningitidis N. meningitidis

E. Carbonnelle / Médecine et maladies infectieuses 39 (2009) 581–605

Auteurs (année)

E. Carbonnelle / Médecine et maladies infectieuses 39 (2009) 581–605

à 103 CFU/mL. Pour les trois patients avec un faible inoculum dans le LCR, la bactériémie est inférieure à 103 CFU/mL [11]. Dans l’étude de Kanegaye et al., chez les patients avec culture positive du LCR, 75 % des hémocultures sont positives dont la plupart (74 %) réalisées après traitement antibiotique, en revanche pour les patients dont le LCR est stérile en culture, 57 % des hémocultures sont positives (absence de traitement antibiotique précoce dans tous ces cas) [88]. Dans l’étude de Bryant et al., 14 hémocultures sur les 24 patients inclus pour maladie invasive à méningocoque étaient positive (Sensibilité 58 %, spécificité 100 %, valeur prédictive positive 100 %, valeur prédictive négative 89 %) [64]. Dans l’étude de Van de Beek et al., sur 696 cas de méningites bactériennes prouvées, les hémocultures étaient positives dans 404 cas sur 611 patients prélevés (66 %) [24]. Dans l’étude de Bronska et al., la culture du LCR était positive dans 35 % des cas, les hémocultures dans 39 % et la PCR dans 92 % des cas [81]. 3.3.2. Biopsies cutanées Dans le cadre des méningites suspectées bactériennes, les données récentes de la littérature ne rapportent que quelques cas pour lesquels les biopsies cutanées ont été positives en culture (N. meningitidis, S. aureus, P. multocida, M. tuberculosis). Aucune étude récente ne prend en compte ce test et il est donc difficile d’en donner la sensibilité et la spécificité. Néanmoins, si le clinicien constate lors de l’examen clinique, la présence de taches cutanées de type purpura, il est envisageable de réaliser des biopsies en l’absence de contre-indication ou une aspiration à l’aiguille, et ce d’autant qu’un traitement antibiotique a été débuté précocement [89]. En effet, il est possible de mettre en évidence et d’isoler un agent pathogène (le plus souvent N. meningitidis) à partir de ce type de prélèvement. En cas d’infection à méningocoque, le rash peut être présent chez 73 % des patients [90]. Dans une étude de Taylor et al., les lésions cutanées ont été prélevées par grattage jusqu’au sang avec une aiguille stérile. Les résultats étaient positifs à N. meningitidis dans 24 prélèvements sur 30 (80 %) et dans certains cas, ni le LCR ni les hémocultures n’ont permis le diagnostic bactériologique, seul ce prélèvement était positif [91]. Dans une étude de 1993, Van Deuren et al. ont évalué l’apport de la biopsie ou de l’aspiration à l’aiguille des lésions cutanées dans la démarche diagnostique des méningites bactériennes à méningocoque. Parmi les 51 patients inclus, 16/26 prélèvements cutanés réalisés par aspiration à l’aiguille sont positifs (62 %), 16/25 prélèvements par biopsies cutanées sont positifs (65 %). Par ailleurs, les auteurs démontrent que N. meningitidis est toujours présent dans les lésions cutanées même après plusieurs heures de traitement [92]. 3.3.3. Recherche porte d’entrée La recherche d’une porte d’entrée est nécessaire dans la prise en charge d’un patient suspect d’infection et en particulier en cas de méningites. Cette recherche est guidée par l’examen clinique du patient. Cette recherche ne permet pas à proprement parler de faire le diagnostic biologique d’une méningite bactérienne et

595

sort du cadre de cette conférence de consensus. Néanmoins, il peut être justifié de réaliser un examen ORL à la recherche d’une otite, une pharyngite, etc. Le prélèvement de gorge permet en cas de positivité de montrer que le patient est porteur. Dans le cadre des infections à méningocoque, la recherche d’une atteinte articulaire (arthrite) est parfois justifiée. 4. Tests biologiques permettant de distinguer entre méningites bactériennes et méningites virales La difficulté diagnostique fréquemment rencontrée dans le cadre des méningites est de pouvoir distinguer le plus rapidement possible et cela dès l’admission aux services d’urgence, les méningites bactériennes des méningites virales mais aussi les patients pour lesquels aucune infection méningée n’est à craindre. La revue de la littérature concernant les marqueurs comme la présence de cellules dans le LCR ou encore l’hypoglycorachie et l’hyperprotéinorachie permettent d’orienter le diagnostic vers une cause bactérienne mais dans un nombre non négligeable de cas, le LCR peut être normal ou faiblement perturbé et la description de tableaux cliniques atypiques ne permettent pas de préjuger de l’origine étiologique. Cela a des conséquences directes sur la prise en charge thérapeutique du patient : retard de traitement, traitement abusif ou inadapté. L’enjeu est donc de taille et de nombreux marqueurs biologiques ont été étudiés afin d’évaluer leur pouvoir à la fois diagnostic et pronostic dans le cadre des maladies d’origine infectieuse. Le marqueur idéal doit être spécifique et sensible, accessible 24 h/24 h, d’interprétation facile, de rendu rapide et si possible d’un faible coût. Certains comme la CRP sont couramment dosés en pratique courante devant toute suspicion d’infection. Au vue des données de la littérature, il semble évident qu’un marqueur en particulier ne puisse pas encore à l’heure actuelle prédire avec précision l’origine bactérienne d’une infection mais que le diagnostic repose sur un faisceau d’arguments et sur les résultats de plusieurs marqueurs. De nombreuses études ont tenté de répondre à cette question en proposant différents arbres décisionnels en fonction des résultats obtenus pour différents marqueurs. Néanmoins, il est nécessaire de garder en mémoire que le diagnostic de méningite bactérienne s’intègre dans une démarche globale clinicobiologique et qu’un marqueur seul ne peut faire le diagnostic. 4.1. Procalcitonine et CRP La recherche d’un marqueur sensible, spécifique et si possible avec une valeur pronostique des infections bactériennes est capitale pour la prise en charge des patients pour lesquels une infection est suspectée. Depuis la mise en évidence de la procalcitonine (PCT) comme marqueur d’infection bactérienne et parasitaire, de nombreux travaux ont été réalisés dans un grand nombre de situations cliniques. Actuellement, de nombreux points sont encore sans réponse concernant la PCT. Cette prohormone est synthétisée par les cellules C du tissu thyroïdien et sa demi-vie est de 24 heures. Elle n’est pas sécrétée dans le sérum des sujets sains mais elle est augmentée dans le sérum des

596

E. Carbonnelle / Médecine et maladies infectieuses 39 (2009) 581–605

patients ayant des infections bactériennes ou parasitaires sévères [93,94]. Par ailleurs, Assicot et al. ont montré que, d’une part, la PCT n’était pas augmentée lors des infections virales ce qui en fait un marqueur de choix pour distinguer les étiologies bactériennes des étiologies virales et, d’autre part, la valeur de la PCT semblait corrélée à la sévérité de l’infection [93]. Dans le sepsis, l’origine de la synthèse de la PCT n’est pas claire puisqu’elle est également augmentée chez les patients infectés ayant subit une thyroïdectomie [95]. Le tissu hépatique pourrait être impliqué dans sa synthèse [96]. Dans une étude réalisée chez des volontaires sains chez lesquels de l’endotoxine a été injectée, la cinétique de différentes cytokines et de la PCT ont été mesurée. On observe un pic de TNF-␣, d’IL-6 à 90 minutes et à trois heures avec un retour aux valeurs basales à six et huit heures respectivement. Concernant la PCT, on observe un pic précoce à la sixième heure suivi d’un plateau d’environ 24 heures [97]. Ces propriétés font de la PCT un marqueur très intéressant dans le diagnostic précoce d’une infection bactérienne et dans le suivi. Cependant, il est important de connaître les limitations de ce marqueur. En dehors des infections, il existe d’autres situations avec PCT augmentée (pour revue [98]) parmi lesquelles le nouveau-né pendant les premières heures de vie [99]. La PCT est un marqueur d’infection bactérienne ou parasitaire sévère ce qui signifie qu’une infection localisée ne s’accompagne pas systématiquement d’une élévation importante de ce marqueur. C’est le cas par exemple des abcès des parties molles, des pneumonies communautaires, des pyélonéphrites aiguës ou des médiastinites. De même, un prélèvement réalisé très précocement (avant la sixième heure) peut être faussement négatif, il faut alors répéter le dosage 12 à 24 heures plus tard. Les infections avec des germes intracellulaires ne s’accompagnent pas d’augmentation de la PCT. Chez les patients sous antibiothérapie, l’interprétation d’un dosage négatif doit être prudente, la PCT pouvant être négative rapidement. Dans le cadre des méningites bactériennes, les bactéries impliquées sont le plus souvent capsulées. La multiplication extracellulaire de ces bactéries dans le sang induit une forte réponse inflammatoire systémique ce qui provoque une augmentation de la PCT et des autres marqueurs de l’inflammation. Il est à noter que des méningites à germes non capsulés ne sont pas systématiquement accompagnées d’une augmentation de la PCT [100]. À l’heure actuelle, la PCT peut être dosée par trois méthodes différentes développées par la même compagnie (BRAHMS Diagnostika, Gmbh, Berlin). Le dosage le plus souvent utilisé dans les études est réalisé par la méthode immunoluminométrique (LUMItest PCT). Il est rapide (deux heures), reproductible et ne nécessite pas un volume de prélèvement sanguin important (200 ␮L) ce qui est important en pédiatrie. Récemment, ce test a été automatisé, la sensibilité fonctionnelle est meilleure et le résultat est obtenu en moins de 30 minutes (TRACE). La dernière méthode de dosage est semi-quantitative (PCT-Q) et permet un rendu en 30 minutes. Les résultats sont rendus selon quatre intervalles de valeurs (inférieur à 0,5 ng/mL, entre 0,5 et 2 ng/mL, entre 2 et 10 ng/mL et supérieur à 10 ng/mL). L’interprétation est plus difficile dans les valeurs moyennes et basses notamment autour de 0,5 ng/mL, seuil permettant de différencier entre bactérien et viral. Pour Chalumeau et al., la mise

en place d’un système de dosage semi-quantitatif de la PCT est la non disponibilité permanente d’un dosage quantitatif de la PCT [101]. Il est important de préciser la méthodologie utilisée afin de prendre en compte l’interprétation des valeurs « négatives » qui peuvent simplement témoigner d’un défaut de sensibilité de la méthode. La CRP, protéine de la phase aiguë ou précoce de l’inflammation, est synthétisée par le foie principalement en réponse à IL-6 qui est elle-même produite en réponse non seulement à une infection mais aussi dans de nombreux états inflammatoires [102]. Son taux sanguin augmente dans les 24 à 48 premières heures de l’infection et cette augmentation est plus importante en cas d’infection bactérienne ce qui en fait un candidat intéressant pour distinguer entre les étiologies virales et bactériennes [103]. Elle se lie au polysaccharide des agents pathogènes et active la voie classique du complément. Dans une méta-analyse de 1998, Gerdes et al. ont montré l’intérêt du dosage de la CRP dans les méningites aiguës. L’odd ratio des méningites bactériennes par rapport aux méningites virales pour une CRP sérique élevée est de 150 (IC95 % 44–509). Cet odd ratio dépend peu du seuil de décision utilisé qui varie entre 19 et 100 mg/L selon les études. La sensibilité et la spécificité de ce test pour identifier les méningites bactériennes des méningites virales est de 92 à 94 %. La probabilité post-test de ne pas avoir une méningite bactérienne pour une CRP basse est très élevée (> 97 %). En revanche, il n’est pas possible dans cette étude de savoir si la CRP apporte de fac¸on indépendante des informations supplémentaires par rapport aux autres paramètres plus classiques [104]. La PCT et la CRP sont des marqueurs avec un pouvoir discriminant important pour différencier entre les causes bactériennes et les causes virales dans le cadre d’un LCR avec présence de cellules. Malheureusement, aucun marqueur seul et de fac¸on indépendante n’est suffisant pour diagnostic des méningites bactériennes. Dans une méta-analyse de Simon et al. (Tableau 20), les auteurs rapportent que la PCT a une meilleure sensibilité et spécificité que la CRP pour le diagnostic d’infection bactérienne : 88 % (IC95 % 80–93) vs 75 % (IC95 % 62–84) et 81 % (IC95 % 67–90) vs 67 % (IC95 % 56–77) respectivement. Ils montrent aussi que la PCT est un meilleur marqueur que la CRP pour différencier les infections bactériennes des infections virales avec une sensibilité de 92 % (IC95 % 86–95) vs 86 % (IC95 % 65–95) et une spécificité comparable 73 % (IC95 % 42–91) vs 70 % (IC95 % 19–96) [105]. Dans le diagnostic étiologique des méningites, aussi bien chez l’enfant que chez l’adulte, la PCT a une sensibilité de 70 à 100 % selon les études et le seuil retenu (entre 0,2 et 5 ng/mL), et une spécificité de 100 % pour prédire l’origine bactérienne [108–110]. Il ressort de ces études qu’une indication importante du dosage de la PCT est le cas des méningites dont l’examen direct (coloration de Gram) du LCR est négatif avec une formule panachée. Il est alors licite en cas de PCT supérieure à 0,5 ng/mL de débuter un traitement antibiotique. Par ailleurs, la plupart des études montrent que la PCT par rapport à la CRP a un meilleur pouvoir à différencier entre méningite bactérienne et méningite virale. L’ensemble des données est résumé dans le Tableau 21 [107,110–116].

E. Carbonnelle / Médecine et maladies infectieuses 39 (2009) 581–605

597

Tableau 20 Valeurs de la PCT et la CRP comme marqueurs d’infection bactériennes et virales d’après une méta-analyse de Simon et al. [105]. PCT and CRP levels as markers of bacterial and viral infection according to a meta analysis by Simon et al. [105]. PCT

Hatherill et al. Lorrot et al. Swartz Total

[106] [107] [108]

CRP

Nombre de résultats

Sensibilité

Spécificité

Nombre de résultats

Sensibilité

Spécificité

VP/FN

FP/VN

% (IC95 %)

% (IC95 %)

VP/FN

FP/VN

% (IC95 %)

% (IC95 %)

103/6 126/16 11/0

9/8 36/258 5/14

94 (88–98) 89 (82–93) 100 (72–100)

47 (24–71) 88 (83–91) 74 (49–90)

73/2 122/30 14/6

36/12 40/244 1/8

97 (90–100) 80 (73–86) 70 (46–87)

25 (14–40) 86 (81–90) 89 (51–99)

92 (86–95)

73 (42–91)

86 (65-95)

70 (19–96)

VP : vrai positif ; FN : faux negative ; FP : faux positif ; VN : vrai negative ; IC : intervalle de confiance. Tous les dosages ont été réalisés avec la même méthode (LUMItest PCT).

4.2. sTREM-1 « Triggering receptor » exprimé à la surface des cellules myéloïdes 1 (TREM-1) est une molécule de surface cellulaire (30-kDa) appartenant à la famille des immunoglobulines. Ce récepteur est exprimé à la surface des neutrophiles et des monocytes matures de l’homme mais aussi de la souris. Des études réalisées dans un modèle murin ont démontré que TREM-1 est augmenté lors de la réponse inflammatoire à l’endotoxine ou lors du sepsis. En effet, les tissus infectés par des bactéries sont infiltrés par les cellules de l’inflammation (polynucléaires neutrophiles, monocytes) qui expriment fortement à leur surface cette molécule TREM-1. En revanche, TREM-1 est difficilement détectable dans les états inflammatoires d’origine non microbienne comme le psoriasis, les vascularites à complexe immuns circulant, les colites ulcérantes et cela malgré une infiltration de monocytes et de polynucléaires neutrophiles [117]. Cette augmentation s’accompagne en parallèle de l’augmentation d’une forme soluble de ce récepteur (sTREM-1) [118]. Par ailleurs, il a été démontré chez l’homme que sTREM-1 est augmenté en présence de bactéries ou de champignons [117]. Cette forme soluble de ce récepteur peut être mesurée dans les différents compartiments de l’organisme (LCR, liquide broncho-alvéolaire, plasma). Récemment, il a été montré que l’augmentation de sTREM-1 dans le liquide broncho-alvéolaire chez les patients suspects d’infection pulmonaire sous ventilation mécanique est un bon marqueur prédictif de pneumonie d’origine bactérienne [118]. Le rôle précis de ce marqueur dans la cascade de l’inflammation n’est pas encore clairement établi, il pourrait moduler la réponse et avoir un rôle anti-inflammatoire [119,120]. Plusieurs études se sont intéressées à l’apport de ce marqueur dans le diagnostic des septicémies et des méningites en réalisant le dosage de sTREM-1 dans le plasma et dans le LCR. Bishara et al. ont évalué dans une étude prospective chez des patients adultes admis pour suspicion de méningite, le pouvoir diagnostic de sTREM-1 et particulièrement la capacité à prédire les infections d’origine bactérienne. Vingt et un patients ont été inclus, neuf avec LCR positif en culture et 12 LCR à culture négative. Parmi les neuf patients avec LCR positif en culture, sept ont des taux élevés de sTREM-1 dans le LCR (77,8 %) avec une valeur médiane de 128 pg/mL (0 à 484 pg/mL) alors que les taux restent bas dans les 12 cas de LCR à culture négative. Ces résultats

donnent pour ce test une sensibilité de 77,8 % (95 % CI 44,394,7), une spécificité de 100 % (95 % CI 78,4-100), une valeur prédictive positive de 100 % et une valeur prédictive négative de 85,7 % (p < 0.001). Dans l’étude du pouvoir discriminatif de ce test pour différencier entre méningite bactérienne et méningite « aseptique », l’aire sous la courbe ROC est de 0,889 (95 % CI 0,719–1,059, p < 0,003). Les résultats de cette étude démontrent que le dosage du marqueur sTREM-1 est spécifique et de bonne valeur prédictive positive de méningite bactérienne. Néanmoins, certains points sont à discuter : faible nombre de patients inclus, une épidémiologie non classique des bactéries isolées du LCR (pas de S. pneumoniae, N. meningitidis, L. monocytogenes, H. influenzae), des valeurs normales dans deux cas de méningites bactériennes (un cas de méningite tuberculeuse et un cas à Proteus mirabilis) et l’absence de données précises concernant les valeurs mesurées [121]. Dans l’étude de Determann et al., 109 patients adultes ont été inclus, répartis en 92 méningites bactériennes (61 % S. pneumoniae, 27 % N. meningitidis, 3 % L. monocytogenes, 9 % autres), huit méningites virales et neuf sujets sains volontaires. Tous les dosages de sTREM-1 ont été réalisés en duplicate (variations entre les mesures faibles de l’ordre de 7,6 %). Les taux les plus élevés ont été retrouvés dans le groupe de patients avec méningites bactériennes par rapport aux méningites virales (respectivement : médiane 82 pg/mL intervalle 0–988, vs 0 pg/mL intervalle 0–48 ; p = 0.006) et au groupe témoin (médiane 0 pg/mL, intervalle 0–36, p = 0.001). En revanche, aucune différence n’est constatée entre le groupe de méningite virale et le groupe témoin. L’étude du pouvoir discriminatif de ce test pour différencier méningite bactérienne et méningite non bactérienne montre une aire sous la courbe ROC de 0,82 (95 % CI 0.74–0.90, p < 0,001). Par ailleurs, en choisissant une valeur seuil de 20 pg/mL, la sensibilité de ce test est de 0,73 (95 % CI 0,65–0,80) et la spécificité de à 0,77 (95 % CI 0,57–0,89). La valeur prédictive positive est de 0,94 (95 % CI 0,88–0,98) et la valeur prédictive négative de 0,34 (95 % CI 0,23–0,48). Les auteurs concluent que le dosage de sTREM-1 peut être utilisé comme marqueur supplémentaire pour faire le diagnostic de méningite bactérienne et notamment faire la différence avec les méningites virales [122]. Plusieurs limitations sont à signaler, faible échantillon, chevauchement des valeurs pour les différents groupes, sensibilité moyenne.

598

Tableau 21 Valeurs moyennes de la PCT et de la CRP dans les infections graves. Mean PCT and CRP levels in severe infections. PCT (ng/mL) Ref

Type d’étude

Nombre d’échantillons

Population étudiée

Groupe témoin

Type d’infection

Outils diagnostic

Mode opératoire

Médiane (intervalle)

Médiane (intervalle)

Schwarz et al., 2000

[115]

Prospective

n 30

n Adultes avec méningites bactériennes (16)

n Patients avec méningites virale (14)

Méningites bactériennes

Admission

Population étudiée 1,75 (0,16–59,92)

[116]

Prospective

48

Adultes avec méningites bactériennes (48)

–

Méningites bactériennes documentée avec PCT < 0,5 mg/mL

Admission

Gendrel et al., 1997

[110]

Prospective

59

Enfants avec méningites bactériennes (18)

Enfants avec méningites virale (41)

Méningites bactériennes vs méningites virales

Lorrot et al., 2000

[107]

Prospective

327

Enfants avec méningites virales [274]

Enfants avec sepsis (31) ou méningites bactérinnes (22)

Méningites virales vs méningites bactériennes & sepsis

Gibot et Cavoisy, 2004

[111]

Prospective

76

Adultes avec sepsis, sepsis sévère ou choc septique (47)

Adultes avec un SIRS (29)

Gibot et al., 2007

[112]

Prospective

50

Gibot et al., 2005

[113]

Prospective

63

Adultes avec pneumonie nosocomiale sous ventillation (31) Adultes avec sepsis, sepsis sévère (30)

Adultes avec sepsis nosocomial extra-pulmonaire (19) Adultes avec choc septique (33)

Taskin et al., 2004

[25]

Prospective

54

Enfants avec méningites bactériennes (22)

Enfants avec méningites virale (22)

Infections respiratoires (55 %), infection abdominale (22 %) Infections liées aux cathéters, infections urinaires, péritonites Infections respiratoires (55 %), infection abdominale (22 %) Méningites bactériennes vs méningites virales

Examen clinique, LCR (pléocytose), hémocultures, coloration Gram, test antigènes, LCR positif en cultures, LCR (pléocytose), ratio (glucose) LCR/Sang Méningites documentées, examen clinique, pléiocytose, RT-PCR virales, IFN Hémocultures, LCR positif, Immunoflorescence virale, RT-PCR virales –

Viallon et al., 2005

Prat et al., 2004

[114]

Prospective

65

Enfants avec septicèmie ou méningites (25)

Enfants avec méningites virale (18) ou infection localisée (22)

Infection systèmique vs méningite virale ou infection localisée

p

Sensibilité (IC 95 %)

Spécificité (IC 95 %)

Meilleur cutoff

Groupe témoin 0,24 (0,12–0,29)

< 0,0001

100 % (0,79–1)

69 % (0,41–0,89)

0,5

4,5 (2,8–10,8)

–

–

–

–

0,5

Admission

54 ± 35,1 (4,8–110)

0,32 ± 0,35 (0–1,7)

< 0,0001

94 %

100 %

5

Admission

0,4 ± 0,6 (0–5,2)

41,3 ± 77,4 (0,15–432,6)

/

78 %

94 %

1

Admission

5 (0–234)

0,3 (0,1–8,9)

< 0,001

84 % (72–93)

70 % (50–83)

0,6

–

Admission

0,78 (0,4–4,83)

15 (0,44–32)

0,02

88 %

–

0,15

–

Admission

1 (0–249)

23 (0,3–254)

0,002

–

–

–

Méningites documentées, examen clinique, pléiocytose, RT-PCR virales, IFN Hémocultures positives, LCR positif en culture

Admission

75,8 ± 29,8

0,3 ± 0,2

< 0,001

–

–

–

Admission

12,1 (2,36–207,1)

0,55 (0,1–1,71) 0,35 (0,08–1,78)

< 0,0001

100 %

62 %

2

E. Carbonnelle / Médecine et maladies infectieuses 39 (2009) 581–605

Auteurs (année)

Tableau 21 (Suite) CRP (mg/mL) Auteurs (année)

Schwarz et al., 2000

Ref

[115]

Type d’étude

Prospective

Nombre d’échantillonsn

30

Population étudiée

Groupe témoin

Type d’infection

n

n

Adultes avec méningites bactériennes (16)

Patients avec méningites virale (14)

Méningites bactériennes

[116]

Prospective

48

Adultes avec méningites bactériennes (48)

–

Méningites bactériennes documentée avec PCT < 0,5 mg/mL

Gendrel et al., 1997

[110]

Prospective

59

Enfants avec méningites bactériennes (18)

Enfants avec méningites virale (41)

Méningites bactériennes vs méningites virales

Enfants avec méningites virales [274]

Enfants avec sepsis (31) ou méningites bactérinnes (22)

Méningites virales vs méningites bactériennes & sepsis

Lorrot et al., 2000

[107]

Prospective

327

Gibot et Cavoisy, 2004

[111]

Prospective

76

Adultes avec sepsis, sepsis sévère ou choc septique (47)

Adultes avec un SIRS (29)

Gibot et al., 2007

[112]

Prospective

50

Gibot et al., 2005

[113]

Prospective

63

Adultes avec pneumonie nosocomiale sous ventillation (31) Adultes avec sepsis, sepsis sévère (30)

Adultes avec sepsis nosocomial extra-pulmonaire (19) Adultes avec choc septique (33)

Taskin et al., 2004

[25]

Prospective

54

Enfants avec méningites bactériennes (22)

Enfants avec méningites virale (22)

Infections respiratoires (55 %), infection abdominale (22 %) Infections liées aux cathéters, infections urinaires, péritonites Infections respiratoires (55 %), infection abdominale (22 %) Méningites bactériennes vs méningites virales

Prat et al., 2004

[114]

Prospective

65

Enfants avec septicèmie ou méningites (25)

Enfants avec méningites virale (18) ou infection localisée (22)

Infection systèmique vs méningite virale ou infection localisée

Mode opératoire

Admission

Médiane (intervalle)

Médiane (intervalle)

Population étudiée 175 (7–400)

Groupe témoin

p

7 (2–65)

Meilleur Cutoff

Sensibilité (IC 95 %)

Spécificité (IC 95 %)

8

94 %

57 %

–

–

–

–

–

–

40

75 %

89 %

Examen clinique, LCR (pléocytose), hémocultures, coloration Gram, test antigènes, LCR positif en cultures, LCR (pléocytose), ratio (glucose) LCR/Sang Méningites documentées, examen clinique, pléiocytose, RT-PCR virales, IFN Hémocultures, LCR positif, Immunoflorescence virale, RT-PCR virales –

Admission

188 (5–513)

36,2 (5–243)

0.002

70

76 % (63–86)

67 % (47–80)

–

Admission

127 ± 56

146 ± 103

0.4

–

–

–

–

Admission

177 (5–435)

189 (5–523)

NS

–

–

–

Méningites documentées, examen clinique, pléiocytose, RT-PCR virales, IFN Hémocultures positives, LCR positif en culture

Admission

/

/

/

–

–

–

Admission

170 (11,3–324)

19,2 (0,5–330) 39,4 (0,4–98)

< 0,0001

40

88 %

72 %

< 0,0001

Admission

120 (48–241)

–

–

Admission

144 ± 69 (28–311)

14,8 ± 14,1 (0–48)

< 0,001

18 ± 28 (0–5,2)

139 ± 92 (9–400)

Admission

< 0,05

E. Carbonnelle / Médecine et maladies infectieuses 39 (2009) 581–605

Viallon et al., 2005

Outils diagnostic

599

0,97 (0,94–1) 89 % (82–95) 96 % (92–100) 60 < 0,001

172 (52–400)

149 (30,5–428) Admission Adultes avec un SIRS (29) Adultes avec sepsis, sepsis sévère ou choc septique (47) Prospective [111] Gibot et Cravoisy, 2004

76

Prospective [113] Gibot et al., 2005

63

Adultes avec sepsis, sepsis sévère (30)

Infections respiratoires (55 %), infection abdominale (22 %) Infections respiratoires (55 %), infection abdominale (22 %)

Admission

0 (0–144)

70 % (67–74) 86 % (83–90) 180 0,006

96 % / < 0,0001 0 (0–0)

Contrôles

28,4 (12,1–52,4)

Population étudiée

Admission Infections liées aux cathéters, infections urinaires, péritonites Prospective [112] Gibot et al., 2007

50

Adultes avec pneumonie nosocomiale sous ventillation (31)

Adultes avec sepsis nosocomial extrapulmonaire (19) Adultes avec choc septique (33)

127 (30–435)

88 %

Spécificité (IC 95 %) Sensibilité (IC 95 %) Meilleur Cutoff p Médiane (intervalle) Médiane (intervalle)

sTREM-1(ng/mL)

Mode opératoire Type d’infection Groupe témoin Population étudiée Nombre d’échantillons Type d’étude

Tableau 22 Valeurs moyennes du marqueur s-TREM-1 dans les infections sévères. Mean levels of the s-TREM-1 marker in severe infections.

Réf

4.3. sCD163 Le CD163 « scavenger recepteur » ou récepteur accepteur des complexes haptoglobine–hémoglobine est exclusivement exprimé à la surface des macrophages et des monocytes [124]. Dans toutes les études, les dosages sont réalisés par une technique de type Elisa. Le CD163 possède une régulation complexe, il est notamment régulé positivement par IL-10 et exprimé préférentiellement sur les macrophages avec un phénotype antiinflammatoire. Il existe des variants intracellulaires et un variant membranaire pouvant être clivé en une forme soluble sCD163 en réponse à un stimulus inflammatoire. La forme sCD163 elle-même module la réponse inflammatoire et elle serait un suppresseur paracrine de la prolifération lymphocytaire T mais le mécanisme d’action n’est pas encore parfaitement connu [125]. Des taux élevés de sCD163 sont retrouvés chez les patients ayant une infection, sepsis (notamment à pneumocoque), pneumonie, tuberculose, ou encore chez des patients atteints de leucémies [126–129]. Dans l’étude de Moller et al., le sCD163 a été dosé chez 133 patients avec sepsis à pneumocoque (hémocultures positives) et comparé à 133 patients témoins. Le sCD163 est significativement plus élevé dans le groupe des septicémies à pneumocoque par rapport aux sujets témoins (4,6 mg/L [2,8–8,9] vs 2,7 [2,1–3,3] p < 0,0001). Par ailleurs, les auteurs démontrent que ce marqueur est aussi un facteur pronostic puisque des taux supérieurs à 9,5 mg/L sont associés à une mortalité plus forte [129]. Dans l’étude de Gaïni et al., plusieurs marqueurs dont la PCT, la CRP et le sCD163 ont été dosés chez 173 patients : 106 patients avec infection (de l’infection sans SIRS au sepsis sévère) comparés à 67 patients non infectés. Ils démontrent que le sCD163 est significativement plus élevé dans le groupe des sepsis sévères comparativement aux patients non infectés (p < 0,06). En revanche, la capacité de ce test à différencier les patients infectés des non

/

AUROC

Les données de la littérature concernant le rôle de ce marqueur dans les méningites étant encore peu nombreuses, l’apport de ce marqueur dans le diagnostic de la phase septicémique a été nécessaire. Plusieurs études ont été analysées et les principaux résultats sont résumés dans le Tableau 22. L’ensemble des études montre que sTREM-1 est un marqueur biologique de sepsis, qui peut prendre sa place parmi les examens complémentaires à réaliser pour le diagnostic d’un processus infectieux. Par ailleurs, ce marqueur semble efficace pour différencier le syndrome de réponse inflammatoire systémique (SIRS) du sepsis et du choc septique [111,112,123]. Il pourrait, par ailleurs, avoir une valeur prédictive sur le pronostic, des valeurs sTREM-1 supérieures à 180 pg/mL semblent être associées avec une survie plus longue [119]. Les avantages de ce dosage sont : coefficient de variation faible (entre 5 et 10 %), rapidité (3 h), technologie ELISA, coût modéré, mesure précise, utilisable pour de petites séries voir même au cas par cas. Néanmoins, d’autres études sont nécessaires pour confirmer le rôle de ce marqueur notamment dans les populations plus âgées, chez les enfants, chez les immunodéprimés et plus généralement sur de plus importantes séries.

0,74 (0,68–0,8)

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Auteurs (année)

600

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601

Tableau 23 Comparaison des valeurs sériques du sCD163, CRP et PCT d’après Knudsen et al. [128]. Comparison of sCD163, CRP, and PCT sera levels according to Knudsen et al. [128]. A : Infections bactériennes versus infections virales A Sensibilité (IC 95 %) Spécificité (IC 95 %) AUROC (IC 95 %)

CRP (> 40 mg/L) 93 % (0,78–0,99) 73 % (0,5–0,89) 0,91 (0,78–0,96)

PCT (> 0,25 ng/mL) 77 % (0,58–0,90) 82 % (0,6–0,95) 0,87 (0,73–0,94)

sCD163 (> 3,95 mg/L) 47 % (0,28–0,66) 91 % (0,71–0,99) 0,72 (0,55–0,83)

B : Méningites bactériennes versus autres infections B Sensibilité (IC 95 %) Spécificité (IC 95 %) AUROC (IC 95 %)

CRP (> 40 mg/L) 90 % (0,55–1) 40 % (0,25–0,57) 0,69 (0,44–0,84)

PCT (> 0,25 ng/mL) 90 % (0,55–1) 57 % (0,41–0,72) 0,75 (0,5–0,89)

sCD163 (> 3,95 mg/L) 60 % (0,26–0,88) 76 % (0,61–0,88) 0,69 (0,44–0,84)

C : Méningites bactériennes versus méningites virales C Sensibilité (IC 95 %) Spécificité (IC 95 %) AUROC (IC 95 %)

CRP (> 40 mg/L) 90 % (0,55–1) 75 % (0,43–0,95) 0,94 (0,65–0,99)

PCT (> 0,25 ng/mL) 90 % (0,55–1) 92 % (0,62–1) 0,93 (0,64–0,99)

sCD163 (> 3,95 mg/L) 60 % (0,26–0,88) 83 % (0,52–0,98) 0,76 (0,46–0,9)

infectés et moyenne avec une aire sous la courbe ROC à 0,59 (95 % IC 0,5–0,68) pour le sCD163 contre 0,83 (95 % IC 0,77–0,89) pour la CRP et 0,76 (95 % IC 0,69–0,84) pour la PCT [130]. Les données concernant ce marqueur dans le cadre des méningites sont assez peu nombreuses. Dans l’étude de Knudsen et al. (Tableau 23), le but est d’évaluer et de comparer les valeurs sériques du sCD163 avec la CRP et la PCT [128]. Cinquantedeux patients admis pour suspicion de méningite ont été inclus et répartis en deux groupes principaux : (A) patients avec suspicion de méningites, (B) patients avec suspicion d’infection bactérienne, chaque groupe étant lui même sous divisé en fonction de la gravité clinique. Des valeurs élevées de sCD163 ont la meilleure spécificité pour différencier les infections bactériennes des infections non bactériennes (Tableau 23A). Concernant la précision diagnostique de ces marqueurs, la CRP et la PCT sont supérieures au sCD163 (différences significatives). Par ailleurs, cette étude analyse la capacité de ces marqueurs à identifier les méningites purulentes bactériennes parmi les autres infections (Tableau 23B). La précision diagnostique de ces marqueurs est relativement modeste dans cette étude et non significative. Enfin, la comparaison de ces marqueurs quant à leur pouvoir à différencier les méningites bactériennes des méningites virales (Tableau 23C) démontre que la CRP et la PCT ont une meilleure précision diagnostique que le sCD163. Il semble donc que le sCD163 soit un marqueur potentiellement intéressant pour identifier les patients avec une infection bactérienne systémique, en revanche, la CRP et la PCT sont plus adaptées à différencier entre méningites bactériennes et virales. À l’heure actuelle, il est assez difficile de préconiser ce test pour le diagnostic des méningites bactériennes étant donné le faible nombre d’étude sur ce sujet. Il manque en effet des études en pédiatrie mais aussi sur des effectifs plus important avant de pouvoir apprécier la justification du dosage de ce marqueur pour le diagnostic des méningites bactériennes.

5. Indication des ponctions lombaires de contrôle dans les méningites bactériennes Trop peu d’études se sont intéressées à la nécessité de faire une ponction lombaire de contrôle dans le cadre des méningites bactériennes. Il est donc difficile de répondre clairement à cette question. En revanche, certaines études se sont intéressées aux cinétiques et aux variations de certains marqueurs en cours de traitement. De toute évidence, l’évolution clinique après la prise en charge thérapeutique du patient prime. Si cette dernière est favorable, il ne semble pas justifié de refaire un examen du LCR. En revanche, en cas d’évolution défavorable après 48 h de traitement antibiotique approprié, une seconde ponction lombaire est justifiée [131] ainsi que le dosage répété de certains marqueurs comme la PCT par exemple. En effet, dans l’étude de Taskin et al., les auteurs montrent que 48 à 72 heures après le début du traitement antibiotique, le taux de PCT, bien qu’ayant diminué par rapport à l’admission, est toujours anormalement élevé dans les méningites bactériennes [25]. Cela peut avoir un intérêt notamment en cas de méningites décapitées. Les principaux résultats sont représentés dans le Tableau 24. Au cours de méningites bactériennes, la négativation bactériologique du LCR peu après l’administration par voie parentérale d’antibiotique est bien connue et fréquemment reporté dans les différentes études de la littérature. Par ailleurs, en dehors du milieu hospitalier, la direction générale de la santé recommande d’administrer un antibiotique de type céphalosporines de troisième génération devant tout purpura fébrile et cela avant même la réalisation de tout examen complémentaire (circulaire N◦ DGS/5C/2006/458 du 23 octobre 2006). Cela est justifié devant la gravité de certains tableaux cliniques. La cinétique de négativation du LCR après injection d’antibiotique est mal connue. Kanegaye et al. ont montré sur une population pédiatrique, que la négativation peut être très précoce ainsi, dès la deuxième heure, neuf méningites à méningocoques sur neuf sont négatives après injection de céphalosporines de troisième génération, trois après une heure et une en 15 minutes. La cinétique est par ailleurs différente selon le microorganisme considéré et

602

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Tableau 24 Évolution dans le LCR (PL de contrôle) de la cytologie, protéinorachie, glycorachie et de la PCT d’après Taskin et al. [25]. Evolution of cytology, proteinorachia, glycorachia, and PCT assessed by control LB according to Taskin et al. [25]. LCR

Leucocytes (mm3 ) Protéinorachie (mg/L) Glycorachie (mmol/L) PCT (ng/L)

Méningites bactériennes (n = 22)

Méningites virales (n = 22)

H0

H0

953 2,04 1,71 75,8

H48–72 ± ± ± ±

268 1,33 1,22 29,8

283 1,09 2,36 35,7

± ± ± ±

80 0,68 0,67 19,6

174 0,51 3,19 0,3

Contrôle (n = 10)

p

0 0,28 ± 0,11 4,18 ± 0,69 0,3 ± 0,2

< 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01

H48–72 ± ± ± ±

130 0,2 0,93 0,2

75 0,54 3,11 0,3

± ± ± ±

56 0,24 0,93 0,1

H0 : admission ; H48–72 : prélèvements réalisés 48 à 72 h après les prélèvements de l’admission. Il est à noter que la valeur du p est toujours significative quel que soit le groupe que l’on compare mais n’est représenté dans ce tableau que la valeur la plus élevée.

un délai plus long est nécessaire dans le cas des méningites à pneumocoque (5/7 cultures négatives entre quatre et dix heures après injection) [88]. En règle générale, si plusieurs ponctions lombaires sont réalisées, ni le Gram ni la culture ne doivent être encore positifs après 24 heures de traitement antibiotique bien conduit [131]. Dans l’étude de Brivet et al., 53 patients sur les 90 méningites bactériennes prouvées ont eu une seconde ponction lombaire le troisième jour après l’admission. Les auteurs montrent que la ponction lombaire à distance (3 jours) permet de distinguer les méningites bactériennes des méningites virales car la proportion de polynucléaires neutrophiles reste élevée uniquement dans les méningites bactériennes (72 ± 25, p < 0,001). Par ailleurs, ils observent une modification de la formule dans le cadre des méningites virales avec disparition des polynucléaires neutrophiles et apparition de cellules mononuclées [20]. 6. Conclusion Le diagnostic d’une méningite suspectée bactérienne repose sur un faisceau d’arguments et sur une confrontation clinicobiologique. Aucun test pris séparément et hors contexte clinique ne peut à lui seul affirmer le diagnostique. Le premier geste à réaliser pour parvenir au diagnostic est la ponction lombaire afin d’obtenir du LCR. Ce geste est réalisé en dehors de toute contre-indication et ne doit pas retarder la prise en charge thérapeutique dans certaines formes cliniques gravissimes. L’analyse du LCR par différentes méthodologies et par différentes techniques va permettre dans bien des cas de porter le diagnostic. On peut distinguer plusieurs niveaux d’examens. Les premiers tests à réaliser sont l’examen microscopique du LCR par la coloration de Gram. Ce test est souvent négatif mais dans bien des cas le fait de voir des germes au Gram signe une méningite bactérienne. En parallèle, la cytologie et la biochimie du LCR sont indispensables. Dans de nombreux modèles qui tentent d’établir des règles permettant de différencier entre méningites bactériennes et virales, le nombre de cellules et en particulier le nombre de polynucléaires neutrophiles, la glycorachie et notamment le rapport glycorachie/glycémie, la protéinorachie sont des paramètres significativement différents entre les étiologies virales et bactériennes. Le gold standard pour faire le diagnostic reste toujours la culture. Positive, elle permet non seulement d’identifier le

germe et de discuter le cas échéant de sa pertinence, mais elle permet aussi l’étude de la sensibilité du germe aux antibiotiques. Positive dans 50 à 80 % des cas, elle se négative rapidement en cas de traitement. Son défaut principal reste le temps nécessaire au rendu des résultats (plusieurs jours). C’est pour cela que d’autres tests peuvent être proposés. La recherche d’antigènes bactériens dans le LCR peut dans certains cas (négativité du Gram et cellularité élevée du LCR) contribuer rapidement au diagnostic. Néanmoins, ce test manque de sensibilité. Une alternative intéressante peut être l’utilisation des tests d’immunochromatographie (ICT) qui permettent la détection de S. pneumoniae et N. meningitidis. La PCR est probablement le test qui contribue le plus au diagnostic. En effet, la sensibilité est grande ainsi que la spécificité dans les groupes fortement suspects de méningites. Cette technique, en cas de culture négative avec LCR présentant des anomalies cytologiques ou biochimiques permet dans bien des cas de faire le diagnostic. En revanche, son utilisation n’est pas systématiquement justifiée si le LCR ne présente pas d’anomalie. On distingue différentes approches et différentes techniques en fonction des possibilités des plateaux techniques. En revanche, elle ne permet pas l’étude large de la sensibilité aux antibiotiques et elle nécessite certaines précautions d’utilisation (contaminations). Malgré tous ces tests, il est parfois impossible dans l’urgence de faire le diagnostic étiologique. Certains marqueurs comme la CRP, la PCT sont de plus en plus utilisés pour distinguer entre les causes virales des causes bactériennes. Il semble que la PCT ait un meilleur pouvoir de différenciation. Des résultats obtenus avec des marqueurs comme le sCD163 ou le sTREM-1 sont prometteurs mais des études supplémentaires sont indispensables pour clarifier leur place dans le panel des examens complémentaires à réaliser devant une suspicion de méningite bactérienne. La littérature scientifique est d’une richesse incroyable quant aux différentes possibilités de tests permettant de contribuer plus ou moins directement au diagnostic des méningites bactériennes. En revanche, rares sont les études qui sensibilisent sur le coût des examens et sur le fait qu’il est absolument impossible de réaliser tous ces dosages sur un LCR sauf à en prélever une quantité importante. Cela conduit à rappeler la nécessité de la prise en charge clinicobiologique afin d’optimiser au mieux la prise en charge du patient.

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