Die Morphologie der Nektarausscheidung bei Bromeliaceen

Biochem. Physiol. Pflanzen 173, 23-36 (1978)

Die Morphologie der N ektarausscheidung bei Bromeliaceen II~

Experimentelle und quantitative Untersuchungen bei Billbergia nutans

E. SCHNEPF und U. BENNER Lehrstuhl fiir Zellenlehre, Universitat Heidelberg, Heidelberg, Bundesrepublik Deutschland

The Morphology of Nectar Secretion in Bromeliaceae II. Experimental and Quantitative Investigations of Billbergia nutans Key Term Index: Nectar secretion, Golgi apparatus, inhibitors, turnover of secretion vesicles, transport; Billbergia nutans.

Summary Nectar secretion in BilZbergia nutans is inhibited by cooling, KON, dinitrophenol, cytochalasin B, colchicine, deoxyglucose, and different dyes. In active nectaries the dictyosomes of the glandular epithelium are hypersecretory, in inhibited ones there are no or only a few small secretory Golgi vesicles. 90 min after feeding with galactose, melibiose, maltose, raffinose, ribose and deoxyglucose, these sugars appear in the nectar. However, feeding with glucose, fructose or saccharose does not change the relation of these sugars in the secreted fluid. Some of the dyes move up in the secretory cells, obviously through the cell walls, but are not secreted. Amino acids are also retained. Provided that all nectar passes the Golgi apparatus, the life-time of a Golgi vesicle is 2,3 min. If all prenectar passes the plasmodesmata between the subepithelial and the epithelial cells, there is a sugar flux of about 2,4· 10-18 M saccharose X sec-1 per plasmodesmos. It seems, however, probable that nectar components also move through the apoplast.

Einleitung

1m ersten Teil unserer Untersuchungen (BENNER und SCHNEPF 1975) haben wir Hinweise dafUr gefunden, daB in den Septalnektarien der Bromeliaceen der GolgiApparat an der Ausscheidung des Nektars beteiligt ist (Enrn 1966, 1967; besonders aber HEINRICH 1975 fUr Septalnektarien bei Aloe). Das bedeutet, daB sich die Sekretionsprozesse in verschiedenen Nektarien grundsatzlich unterscheiden konnen, denn in anderen Nektarien ist der Golgi-Apparat nur wenig entwickelt (fibersichten bei LUTTGE und SCHNEPF 1976; VASSILYEV 1977 und SCHNEPF 1977). Um diese Befunde zu erharten, zeigen wir hier, wie eine experimentelle Beeinflussung der Nektarsekretion (durch Applikation von Hemmstoffen) die Feinstruktur der Drusenzellen, insbesondere des Golgi-Apparates, verandert. AuBerdem haben wir versucht (durch Applikation von Zuckern und Markierungssubstanzen), den Transport des Pronektars zu und in den Dtiisenzellen zu lokalisieren. Ferner haben wir durch Morphometrie und durch die Bestimmung der Sekretionsintensitat versucht, die Kinetik der Sekretvesikelbildung

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und die Transportraten abzuschatzen. Dabei konnten wir uns im Wesentlichen auf die Untersuchung der Drusenepithelzellen beschranken (BENNER und SCHNEPI? 1975). Einige Ergebnisse wurden in einem Ubcrsichtsreferat (SCHNEPF 1977) bereits berucksichtigt. Material und Methoden Wir verwendeten hauptsachlich Bliiten von Billbergia nutans Wendl. Fiir die Elektronenmikroskopie fixierten wir etwa 1 mm dicke Querschnitte durch den Fruchtknoten. Als Fixierungsmittel brachte 1 % OS04 in Phosphatpuffer, pH 7,4, die besten Ergebnisse. Zur Einbettung diente ein Epon-Araldit-Gemisch. Wenn nicht anders vermerkt, wurden die Diinnschnitte mit Uranylacetat und Bleicitrat kontrastiert. Polysaccharide wurden nach THIERY (1967) mit Perjodsaure-Thiosemicarbazid-Silberproteinat lokalisiert. Fiir die Elektronenmikroskopie verwendeten wir die Siemens-Elmiskope IA und 10l. Zur Applikation von Hemmstoffen und anderen Substanzen wurden Bliiten, die gerade mit der Sekretion beg onnen hatten, in die jeweiligen Losungen gestellt. Dabei befanden sie sich nur bis zum unteren Drittel des Kelches in der Fliissigkeit, urn deren Ubertritt in die Bliite zu vermeiden. Diese Versuche wurden in der Regel bei Zimmertemperatur durchgefiihrt. Fiir die quantitativen Bestimmung en wurde der Nektar mit Kapillaren alle 2 h aus dem Bliitengrund gesaugt. Seine Menge wurde durch Wagung, das Trockengewicht nach Eindampfen bei 120°C bis zur Gewichtskonstanz und seine Zusammensetzung durch Diinnschichtchromatographie auf Zelluloseplatten bestimmt, mit Anilinphthalat als Nachweisreagenz fiir Zucker und Ninhydrin fiir Aminosauren. Bei den morphometrischen Bestimmungen wurde der Flachenanteil der sekretorischen GolgiVesikel (bezogen auf das Driisenepithel einschlieBlich der Zellwande) mit Hilfe eines geeigneten Rasters ermittelt. Zur Bestimmung des Volumens des Driisenepithels wurde ein Fruchtknoten in Paraplast eingebettet und in 10,um dicke Serienschnitte (Querschnitte) zerlegt, von denen.jeder 10. fotografiert wurde. Der durchschnittliche Umfang der Nektarspalte wurde aus den Aufnahmen mit einem Streckenmesser ermittelt. Die Rohe des Nektariums ergibt sich aus der Zahl der Querschnitte; die Lange der Driisenepithelzellen laBt sich leicht im Lichtmikroskop bestimmen. Fiir weitere Einzelheiten der Methodik vgl. BENNER (1976).

Ergebnisse

Versuche zur Hemmung der Nektarsekretion und zur Markierung des Weges des Pronektars Kontrollversuche Aktive Bluten am Blutenstand scheiden am ersten Sekretionstag 0,0055 g Nektar je Stunde aus. Schneidet man frisch sezernierende Bliiten ab und stellt sie in Aqua dest., so kann man noch nach 36 heine Nektarausscheidung feststellen, allerdings ist dann die Sekretionsintensitat nur noch 30-60%. Ebenso verhalten sich Bluten, die in ein 5 % Saccharose, Glukose- oder Fruktose-Losung gestellt wurden. Es ist dabei bemerkenswert, daB durch die Applikation eines dieser im Nektar vorkommenden Zucker (BENNER und SCHNEPF 1975) das Mengenverhaltnis der Zucker im Sekret nicht verandert wird. Die aktiven Nektarien von Bluten in situ haben im Drusenepithel ein z. T. aufgeblahtes endoplasmatisches Reticulum (ER), besonders aber zahlreiche, auffallende, hypersekretorische Dictyosomen mit vielen, elektronenoptisch meist leer erscheinenden groBen sekretorischen Golgi-Vesikeln (Abb. 1) (BENNER und SCHNEPF 1975). An den

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Abb.l. Aklives Nektarium mit hypersekretorischen Dictyosomen (D). Mitochondrien M, N ektal'spalte N, Leukoplast P. 27000 X • Abb. 2 und 3. Aktives Nektarium, Polysaccharidnachweis nach THIERY. AuBel' del' Zellwand selbst reagiert Schleim an der Zellwand und in einigen Vesikeln positiv. Nektarspalte N. Abb. 2: 'Ubersicht, 10000x; Abb. 3: Detail, 29000x. Ohne Nachkontrastierung.

Wanden, besonders im apikalen Bereich der Zelle, findet man oft unregeImii13ige Schleimablagerungen (BENNER und SCHNEPF 1975), die zum Teil bis weit in das Plasma ragen. Der Nachweis mit der Thiery-Methode bestatigt, daB es sich urn Polysaccharide handelt (Abb. 2, 3). Driisenepithelzellen aus abgeschnittenen Bliiten, die in Aqua dest. oder in Zuckerlosungen standen, haben eine ahnIiche Feinstruktur. Allerdings ist die Menge und GroBe der Golgi-Vesikel, vielleicht auch der Dictyosomen etwas reduziert.

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Abb. 4. Inaktive Dictyosomen (D) in einer Driisenepithelzelle nach 3 h Abkiihlen aUf 0 °0. Mitochondrien M. 31000 X •

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Wenn Knospen einen Tag oder mehr vor Sekretionsbeginn abgeschnitten und in Wasser oder Zuckerlosungen gestellt werden, erbliihen sie, sezernieren aber keinen Nektar. Auch wenn mit ganzen Bliitenstanden so verfahren wird, scheiden nur die ersten oder die ersten beiden aufbliihenden Knospen Nektar aus, die nachfolgenden Bliiten sezernieren nicht. Die Dictyosomen der Driisenepithelzellen solcher inaktiver Bliiten bilden keine gro.l3en sekretorischen Golgi-Vesikel aus. Bei aktiven Bliiten, die auf O°C abgekiihlt werden, kommt die Nektarsekretion ebenfalls zum Stillstand, Die Dictyosomen sind dann gleichfalls inaktiv, wie elektronenmikroskopische Untersuchungen nach 3 h zeigen (Abb. 4). Wie man aus ringformigen ProfiIen der Golgi-Zisternen schlie.l3en kann, sind die Dictyosomen oft becherformig.

Applikation von Zelilgiften Inhibitoren des Energiestoffwechsels. KCN und Dinitrophenol (beide in Konzentrationen von 10-3 M) hemmen die Sekretion stark. In den Driisenepithelzellen sind schon nach 3 h KCN meist keine aktiven Dictyosomen mehr erkennbar (Abb. 5). Nur selten findet man solche, die kleine Vesikel zu bilden scheinen. Die Ribosomen liegen haufig in Gruppen zusammen. Der Kern hat manchmal ein aufgelockert und vernetzt erscheinendes Chromatin. 24 h nach Dinitrophenol-Gabe treten ebenfalls meist nur noch inaktiv erscheinende Dictyosomen (Abb. 6) auf. Cytochalasin B. Cytochalasin B (1 t-tg/ml und 10 t-tg/ml) hemmt die Nektarausscheidung schnell und vollstandig. Nach 3stiindiger Applikation findet man keinen Nektar im Bliitengrund. Die Driisenepithelzellen enthalten dann nur noch inaktiv erscheinende Dictyosomen ohne Golgi-Vesikel (Abb. 7, 8, 10). Allerdings treten im Cytoplasma haufig unregelma.l3ige Vesikel mit einem Durchmesser von 0,3-0,8 fIm und einem feinflockigen Inhalt auf (Abb. 7, 10). Sie stehen jedoch niemals in Kontakt mit Dictyosomen und enthalten, wie Tests nach THIERY (1967) zeigen, keine Polysaccharide. Es ist zu vermuten, da.13 sie aus dem ER stammen (vgl. Abb. 9). Die Dictyosomen sind - anders als bei den meisten anderen Hemmstoffversuchen relativ gro.13 (Abb. 8) und auffallend zahlreich. Auch hat sich das Vacuom nicht wie sonst in inaktiven Driisenepithelzellen vergro.l3ert.

Abb. 5. lnaktive Dietyosomen in einer Driisenepithelzelle naeh 3 h Applikatim von 10-3 M KCN. Mitochondrien M, Nektarspalte N, Leukoplast P.12000x. Abb. 6. lnaktive Dietyosomen in einer Driisenepithelzelle naeh 24 h Applikation von 10-3 M Dinitrophenol. 27000 X • Abb.7. lnaktive Dietyosomen in einer Driisenepithelzelle naeh 3 h Applikation von 10 p,g/ml Cytoehalasin B. Zellkern K, Mitochondrien M, Nektarspalte N, Leukoplast P, Schleimablagerungen S, Vesikel mit granularem Inhalt (Pfeile). 7500 x.

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Colchicin. 2,5 x 10-3 M und 2,5 x 10-2 M Colchicin hemmen nach 3stundiger Applikation die Sekretion stark und nach 24 h vollstandig. In den Driisenepithelzellen falIt besonders eine starke Vergrol3erung def Schleimablagerungen auf, die in normalen Drusen besonders an der Innenseite der Aul3enwand vorkommen (BENNER und SCHNEPF 1975). Nach Colchicin bedecken sie oft die ganze Zellwand und sind verdickt (Abb. 11). Die Dictyosomen tragen zwar nach 3 h meist nur wenige und kleine Vesikel, sie haben ihre Aktivitat aber offenbar noch nicht vollig eingestellt (Abb. 11). Nach 24 h Colchicin-Behandlung bilden sie keine Vesikel mehr. Die Driisenzellen sind dann stark vacuolisiert. Wenn eine grol3e Zentralvacuole vorhanden ist, wird sie oft von vielen ER-Zisternen umgeben (Abb. 12). Die Schleimbelage an den Wanden haben dann an Volumen verloren. Applikation von Fremdzuckern Die Applikation der Fremdzucker Galaktose, Melibiose, Maltose, Raffinose und Ribose (je 5 %) beeinflul3t die Sekretionsintensitat nicht. Nur Desoxyglukose (ebenfalls 5%) hemmt die Nektarausscheidung, jedoch zuerst nicht vollig. AIle diese Zucker, auch die Desoxyglukose, sind im Sekret chromatographisch nachweisbar. Sie tauchen hier ctwa 90 min nach dem Einstellen der Bliiten in die Losung auf. Die Feinstruktur der Driisenepitheizellen ist in dies en Versuchen nicht verandert. Nur nach Desoxyglukose (24 h Fiitterung) haben sie inaktive Dictyosomen (Abb. 14), grol3ere Vacuolen und ein leereres Grundplasma. Applikation von Aminosiiuren Die Aminosauren Alanin, Cystein, Glycin und Methionin (je 0,5% und 1 %) haben keinen Einflul3 auf die Sekretionsintensitat. Sie sind im Sekret chromatographisch nicht nachweisbar.

Abb. 8. Inaktive Dictyosomen in ciner Driisenepithelzelle nach 3 h Applikation von 10 Mimi Cytochalasin B. 33000 X . Abb. 9. Lokal dilatierte ER-Zisternen mit granuliirem Inhalt in einer Driisenepithelzelle nach 3 h Applikation von 10 Mimi Cytoch~lasin B. 20000x. Abb.10. Vesikel mit granuliirem Inhalt V und inaktives Dictyosom in (finer Driisenepithelzelle nach 3 h Applikation von 10 p,glml Cytochalasin B. 21000 x. Abb. 11. DriisenepithelzeUe mit stark vergroperter Schleimschicht S und schwach aktiven Dictyosomen nach 3 h Applikation von 2,5 X 10-3 M Colchicin. Mitochondrien M, Nektarspalte N. 18000 X • Abb.12. ER-Zisternen umgeben eine Vacuole in einer Driisenepithelzelle nach 24 h Applikation von 2,5 xl 0-3 Colchicin. 36000 X •

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Abb. 13. Driisenepithelzelle mit inaktiven Dictyosomen und starken Schleimablagerungen S nach 24 h Applikation von 0,1 % Acridinorange. Nektarspalte N. 19000x. Abb.14. Inaktive Dictyosomen in einer Driisenepithelzelle nach 24 h Applikation von 5% Desoxyglucose. 30000 X

Applikation von Farbstoffen

Dia- und Fluochrome (angewandt in Konzentrationen von 0,1 %. und 1 %) haben eine unterschiedliche Wirkung auf die .Nektarsekretion. Natrium-Fluorescein und Acridinorange hemmen vollstandig, Berberinsulfat stark, wahrend der Effekt von Methylenblau geringer ist. AIle diese Farbstoffe erscheinen nicht im Nektar. Berberinsulfat, Natriumfluorescein und Eosin bleiben im Leitbiindelbereich, Rhodamin B und Acridinorange konnen auch im Driisenepithel und in den subepithelialen Zellen, nicht aber im Parenchym zwischen Leitbiindel und Driisengewebe nachgewiesen werden. Es hat den Anschein, als ob diese beiden Farbstoffe in den Zellwanden und im Plasma vorkommen. Allerdings erschwIJrt eine schwach griinliche Eigenfluoreszenz die Identifizierung und Lokalisierung. Nach Acridinorange, Natrium-Fluorescein und Berberinsulfat enthalten die Driisenepithelzellen nur kleine und inaktiv aussehende Dictyosomen und wenig ER (Abb. 13).

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Quantitative Bestimmungen Sekretionsintensitat Eine normale Billbergia- Blute scheidet durchschnittIich am erst en Tag etwa 5,5 mg Nektar pro h aus. Am zweiten Tag geht die Sekretionsintensit~t auf durchschnittlich etwa 1 mg pro h zuruck. Manche Drusen sezernieren am zweiten Tag nicht mehr. . Frisch ausgeschiedener Nektar enthalt 25-30 % Zucker. BelaBt man ihn in der Blute, wird er eingedickt. Am Abend des ersten Tages ist die Konzentration 50 %, am Abend des zweiten Tages 80%. Wenn man, nicht ganz korrekt, das spezifische Gewicht des frischen Nektars mit 1 ansetzt, sezerniert das Nektarium in der Stun de 5,5' 109 pm3 und pro min (= Sekretionsintensitat I) 0,09 .109 pm3 Nektar. Kinetik der Golgi-Vesikel im Drusenepithel Unter der Voraussetzung, daB sich das Volumen der sekretorischen Golgi-Vesikel bei der Praparation nicht erheblich verandert und daB sie zufallig in den Epithelzellen verteilt sind, laBt sich ihr Volumen durch Planimetrie von elektronenmikroskopischen Aufnahmen ermitteln. Es liegt (bei 50 ausgewerteten Aufnahmen von verschiedenen Nektarien) zwischen 10,0 und 17,5% des Drusenepithel-Volumens, der Mittelwert . ist 13,5%. Das Volumen V des Drusenepithels ergibt sich aus dem durchschnittlichen Umfang der Nektarspalte im Querschnitt (U = 8450 pm), der Rohe des Nektariums (R =5300 pm) und der Lange der Drusenzellen (L = 35 fIm): V = UxRxL = 1,6xl09 pm3. Daraus (13,5 % von 1,6 X 109 pm3) ergibt sich ein Gesamtvolumen der. Golgi-Vesikel G = 0,21 X 109 pm3. Wenn man, wiederum nicht ganz korrekt(vgl. Diskussion), annimmt, daB der Nektar ausschlieBlich uber Golgi-Vesikel extruiert wird, ergibt sich aus diesen Wert en die Umsatzzeit T des Volumens der Golgi-Vesikel und damit die "Lebensdauer" eines Sekretvesikels T=

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= 2,3 min.

Zahl der Plasmodesm en in den Innenperiklinen des Drusenepithels Zwischen den subepithelialen Zellen und dem Drusenepithel gibt es zahlreiche Plasmodesmen. Ihre Anzahl wurde aus elektronenmikroskopischen Aufnahmen von quergeschnittenen Fruchtknoten ermittelt. Bei den Ultradunnschnitten mit grau bis silbernen Interferenzfarben wurde eine durchschnittliche Schnittdicke von 80 nm angenommen. Bezogen auf 1000 pm AuBenwandlange haben die Epithelzellen in den periklinalen Innenwanden etwa 1400 Plasmodesmen (d. h. in einer Referenzflache mit der Rohe von 80 nm). Die absolute Lange der AuBenwand (im Querschnitt) ist der Umfang der Nektarspalte (= 8450 f-£m). Demnach sollten pro 80 nm NektarienhOhe etwa 12000 Plasmodesmen zwischen den subepithelialen Zellen und den Epithelzellen vorhanden sein.

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Der Durchmesser eines Plasmodesmos (etwa 45 nm) ist jedoch, verglichen mit der Schnittdicke, groB. Es kommen daher in der Referenzflache viele teilweise angeschnittene Plasmodesmen vor. Daher muB zur tatsachlichen Schnittdicke der Durchmesser zweier halber, also eines Plasmodesmos addiert werden, um auch die tangential getroffenen entsprechend zu beriicksichtigen. Es sind also 12000 Plasmodesmen nicht in 80 nm Nektarienhohe, sondern in 125 nm. Daraus folgt, daB die Innenperiklinen des Driisenepithels insgesamt etwa 5 x lOS Plasmodesmen enthalten.

Der Zuckerflux durch die Plasmodesm en der lnnenperiklinen des Drusenepithels Wenn man annimmt, daB die Driisenepithelzellen ausschlieBlich mit dem Haupttransportzucker im Phloem, namlich Saccharose, versorgt werden, und auBerdem (sicher nicht ganz korrekt, vgl. Diskussion), daB die Zucker nur im Symplast, d. h. durch die Plasmodesmen in die Epithelzellen gelangen, ist bei einer Sekretionsintensitat von 5,5 mg Nektar pro h und einer Zuckerkonzentration von 30% die Transportrate 1,5 mg Saccharose x h-1 (oder 4,4 X 10-6 M Saccharose x h -1 oder 1,2 x 10-9 M Saccharose x sec-I). Bei 5 X 108 Plasmodesmen ergibt sich daraus fUr den Zuckerflux pro Plasmodesmos ein Wert von 2,4 X 10-18 M Saccharose X sec-1 oder 1,5 X lOS Saccharosemolekiile je sec. Wenn jedoch die Zucker in den Mengenverhaltnissen in die Driisenzellen transportiert werden, in denen sie im Nektar erscheinen, muB die Influx-Rate um den Faktor 1,5 erhOht werden, betragt also 3,5 X 10-18 M X sec-1 oder 2,2 X 106 Zuckermolekiile je sec. Diskussion

Unsere Ergebnisse bekraftigen die schon friiher (BENNER und SCHENPF 1975) geauBerte Vermutung, daB in den Septalnektarien der Bromeliaceen der Golgi-Apparat an der Sekretion beteiligt ist (vgl. fiir andere Nektarien u. a. EYME 1966, 1967 und HEINRICH 1975). Jede Hemmung der sekretorischen Aktivitat wirkt sich auch- auf die Struktur des Golgi-Apparates aus; die Driisenepithelzellen enthalten dann keine oder nur wenige sekretorische Golgi-Vesikel. Dabei ist im Einzelfall unklar, wie die verschiedenen hemmenden Substanzen in den SekretionsprozeB eingreifen. Moglich ist ein direkter Effekt auf den in den Driisenzellen ablaufenden Ausscheidungsvorgang, z. B. durch Storungen im Bereich des GolgiApparates (Memhranpassage der Zucker, VesikeItransport usw.). Es ist aber wahrscheinlich, daB in vielen Fallen die Wirkung indirekt ist und z. B. in einer Blockierung des Zuckertransportes zu den Driisenzellen besteht. Ein Argument dafiir ist, daB manche hemmende Substanzen, z. B. einige Farbstoffe, anscheinend gar nicht bis in das Driisengewebe kommen. Es ist jedenfalls unklar, wie hoch jeweils die InhibitorKonzentration in den Driisenzellen ist. Ein weiterer Hinweis auf eine indirekte Hemmwirkung ist, daB oft die Driisenzellen unspezifische feinstrukturelle Veranderungen aufweisen, die den Charakter einer "Alterung" haben: Vacuolisierung, Auflockerung des Grundplasmas usw. Damit solI nicht gesagt werden, daB die "natiirliche" Alterung der Driisenzellen wahrend der Anthese (BENNER und SCHNEPF 1975) einfach die Folge

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einer nachlassenden Zuckerzufuhr ist, vielmehr diidten zwischen den Driisenzellen und· den sie vorsorgenden Leitelementen enge Wechselbeziehungen bestehen, die wiederum yom Regulationssystem in der Bliite und im Bliitenstand kontrolliert werden. Das wird schon dadurch deutlich, daB in abgetrennten Knospen die Anthese ablauft, ohne daB Nektar ausgeschieden wird, wahrend abgeschnittene gerade geoffnete Bliiten sezernieren. Moglicherweise wird erst kurz vor der Anthese ein groBerer Zuckervorrat imFruchtknoten bereitgestellt (WIEMKEN et al. 1976). , Vermutlich gilt nicht nur fiir die Inhibitoren des Energiestoffwechsels, daB sie an sehr verschiedenen Stellen den SekretionsprozeB (im weitesten Sinne, also einschIieBIich des Transportes im Leitbiindel) stOren. In anderen Fallen ist eine spezifische Wirkung alif i TeiIschritte der eigentlichen Ausscheidung eher wahrscheinIich. Cytochalasin B hemmt intrazellulare Bewegungs- und Transportprozesse (Ubersicht z; B. bei COPELAND 1974), damit in Zusammenhang z. B. das Wachstum von Pollenschlauchen (FRANKE et al. 1972), wobei aber die Dictyosomen nicht vergroBert werden (SCHAFFNER 1976). Bei diesem Objekt wird die Membran der Golgi-Vesikel vermutlich zur VergroBerung des Plasmalemmas beim Wachstum verwendet (VANDERWOUDE et al. 1971), wahrend bei den Nektarien ein Zyklus von Membranmaterial erwartet werden dad (SCHNEPF 1969). MOLLENHAUER und MORRE (1976) beschrieben eine Stagnierung des Transportes der' yom Goigiapparat gebiIdeten Schleimvesikel in Mais-Wurzelhaubenzellen. Sie hiiufen sich urn die Dictyosomen herum an. Davon kann in den Billbergia-Nektarien keine Rede sein. Hier schein en Sekretvesikel noch transportiert zu werden, wenn die Sekretproduktion (durch Hemmung der Zufuhr von Pronektar?) bereits gestort ist; wobei dann aber auch noch die Regeneration der Dictyosomen we iter lauft; sie vergroBern sich, wahrend sie sich bei vielen anderen Hemmstoffen verkleinern. Colchicin hat bei Pflanzen meistens - anders als in manchen tierischen ZeUen (z. B. T;HYBERG et al. 1977) - keinen EinfluB auf die Aktivitat des Golgi-Apparates und den Vesikeltransport (z. B. FRANKE et al. 1972, MOLLENHAUER und MORRE 1976). Der Effekt in den Billbergia-Nektarien (starke Hemmung der Sekretion, dabei aber anscheinend noch gewisse Aktivitat der Dictyosomen, verstarkte Ablagerung von Schleim an den Zellwanden der Driisenzellen) konnte auf einer Funktionsanderung des GolgiApparates unter dem EinfluB dieses ZeUgiftes beruhen, wobei die Wirkung sicherlich nicht direkt ist. Die ER-Stapel, die nach langerer Einwirkung entstehen, sind Zeichen ciner Zellschadigung. Die Methode, mit der die Lebensdauer der Golgi-Vesikel errechnet wurde, hat sieher Fehler. Die Ergebnisse sollten daher nicht zu genau genommen werden. Immerhin stimmt der erhaltene Wert (2, 3 min. am ersten Sekretionstag) erstaunlich gut mit den Angaben fUr Schleimdriisen von Drosophyllum (2,5 min, SC;HNEPF 1961, dieselbe Methode) und fUr die Wandschuppen-Sekretion von Pleurochrysis (2,0 min, BROWN 1969, direkte Beobachtung) iiberein. In anderen Zellen lauft der ProzeB langsamer (Schleimsekretion in der Maiswurzelhaube: 15-30 min, MORRE et al. 1967; PICKETTHEAPS 1967; in Mimulus-Driisen: 30 min, SCHNEPF und BUSCH 1976). Nach den vorIiegenden Ergebnissen werden die Zucker im Nektar durch den GolgiApparat ausgeschieden. Sezernierende Driisen haben immer aktiv erscheinende Dictyo3 Bioohem. Physio!. Pflanzen, Bd. 173

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somen. Dabei ist anzunehmen, da13 die Zucker vom Phloem im Cytoplasma uber die Plasmodesmen, also im Symplast, durch das Parenchym und die subepithelialen Zellen in die Drusenzellen gelangen, wo sie durch die Membran der Golgi-Zisternen undJoder _Vesikel geschleust werden. Weniger wahrscheinlich ist, da13 als Transportbahn das ER benutzt wird, das als Desmotubulus auch die Plasmodesmen durchzieht und damit eine "extraplasmatische" Verbindung von den Leitungsbahnen bis in die Drusenzellen hinein darstellen konnte. Dabei mu13ten die Zucker dann beim Austritt aus den Siebrohren oder im Parenchym von der plasmatischen in die extraplasmatische Phase Phase ubertreten, also die ER-Membranen passieren. Eine weitere Membranpassage erubrigt sich, wenn das ER und der Golgi-Apparat uber Vesikel miteinander kommunizieren. Allerdings ist auf diesem Wege die fUr den Zuckerflux zur Verfugung stehende Querschnittsfliiche der Desmotubuli wesentlich geringer als die im cytoplasmatischen Zylinder der Plasmodesmen'(GuNNING und HUGHES 1976). Der Weg durch die Plasmodesmen ist aber vermutlich nicht der einzige. Der Befund, da13 applizierte Fremdzucker im Nektar wiederzufinden sind (ZIMMERMANN 1954, MATILE 1956, SHUEL 1956 und FINDLAY et al. 1971), sogar die als Hemmstoff wirkende Desoxyglukose, lii13t es moglich erscheinen, da13 diese Substanzen keine Membran durchqueren, sondern ausschlie13lich im Apoplast wandern. Die Versuchsanstellung lii13t es zu, daB die applizierten Substanzen auch im Xylem transportiert werden. Sie konnten dann direkt durch die Zellwiinde bis in dim N ektarspalt gelangen, wobei als treibende Kraft neben der Diffusion ein Losungsstrom in Frage kommt, der durch die osmotische Wirksamkeit des Sekretes, das vom Golgi-Apparat extruiert wird, getrieben wird. In situ, unter normalen Bedingungen, konnte auf diesem Weg z. B. ein Teil des Nektarwassers wandern (AGTRE 1951). Anders als z. B. bei den Abutilon-Nektarien (FINDLAY und MERCER 1971) gibt es bei den Billbergia-Drusen keine Sperre im Apoplast. Diese Bahn ist zwar extraplasmatisch, steht aber doch unter direkter Kontrolle des Cytoplasmas: appizierte Aminosiiuren, wohl aber auch gefUtterte Glukose, Fruktose und Saccharose kommen augenscheinlich nicht nach au13en (denn die Nektarzusammensetzung iindert sich durch die Futterung dieser Zucker nicht), sondern werden von den angrenzenden Zellen resorbiert und gegebenenfalls transformiert(FREYWYSSLING et al. 1954). Die zur Markierung des Weges im Apoplasten verwendeten Substanzen werden wohl entweder wie z. B. die Aminosiiuren, resorbiert oder wanderh z. T. nicht gut genug in den Wiinden. Fur die Bromeliaceen-Nektarien ist also wahrscheinlich, was vermutlich fUr Nektarien allgemein gilt: Es gibt verschiedene Wege der Sekretion (SCHNEPF 1975, 1977). Die ermittelten Raten fUr den Zuckerflux durch einen Plasmodesmos (2,4 X 10-18 M Saccharose xsec-1) gehen, wie erwiihnt, von der wohl nicht ganz richtigen Voraussetzung aus, daB der gesamte Pronektar durch die Plasmodesm en in die Drusenepithelzellen gelangt. Au13erdem sind die mit dieser Methode erhaltenen Werte wegen moglicher Me13fehler nicht zu genau zu nehmen. Sie stimmen dennoch gut mit Daten uberein, die an anderen Objekten gewonnOen wurden, besonders, wenn man bedenkt, daB sicherlich die Nektarien zur Zeit ihrer Aktivitiit einen extrem hohen Durchsatz haben. GUNNING (1976) ermittelte auf Grund von Messungen von MUNCH (1930), BRINCK-

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MANN und LUTTGE (1974), Kuo et al. (1974) und GUNNING et al. (1974) fUr einen Plasmodesmos in der Leitbiindelscheide 0,2 X 10-18 M Saccharose X sec-I, in Mesophyllzellen 0,7 X 10-18 M X sec-1 und zwischen Geleitzellen und Siebrohren 0,8 X 10-18 M X sec-I. Bei den Abutilon- N ektarien flie.6t vermutlich, schon wegen der Wandcutinisierung an der Basis der Trichome, der gesamte Pronektar durch die Plasmodesmen. Wie GUNNING und HUGHES (1976) errechneten, bedeutet das, da.6 durch einen Plasmodesmos 0,02 fLm 3 Pronektar je sec stromt. Bei einer Sekretion von 5,5 mg je h (also etwa 1,5 X lOS fLm 3 je sec) und insgesamt etwa 5 X lOS Plasmodesmen wiirde dieser Wert bei den Billbergia-Nektarien 0,003 fLm 3 X sec-1 betragen, also zwar etwa in der gleichen Gro.6enordnung liegen, aber doch deutlich geringer sein. Er ist sogar noch kleiner, wenn, wie zu vermuten ist, Nektarkomponenten auch im Apoplasten flie.6en. Wir danken der Deutschen Forschungsgemeinschaft fiir ihre Dnterstiitzung .

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Anschrift der Verfasser: Prof. Dr. E. SCHNEPF und Dr. U. BENNER, Lehrstuhl flir Zellenlehre, Universitat Heidelberg, 1m Neuenheimer Feld 230, D - 6900 Heidelberg.