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Methode zur Reinigung und quantitativen Bestimmung von Dicofolrückständen auf pflanzlichen Erntegütern
Jorrrwl
0
of Clrr~~clnrrrto~rcrl,Ir~lIv, IO9 ( 1975)
Elscvicr
CHROM.
Scientific
Publishing
199-203 Company, Amsterdam
-
Printed in The Netherlands
8186
Note Methode zur Reinigung stPnden auf pflanzlichen
und quantitativen Erntegtitern
Bestimmung
von
DicofolrGck-
Dicofol [2.2,2-Trichlor- I, I -his-(4-chlorphenyl)-lithanoI] ist ein A karizid. also ein Mittel zur Bekiimpfung von Spinnmilbcn. welches in der B.R.D. bci Fruchtgemiisc und Obst angewendet wird, Schon geraume Zeit wurden Vcrsuchc unternommen. Dicofolbestimmungsmethoden zu entwickeln. Gunther und Blinn’ nahmen einc alkalische Hydrolyse des Dicofols vor, wobei p.p’-Dichlorbenzophenon und Chloroform als Reaktionsprodukte entstehen. Anschliessend bestimmten sie das p.p’-Dichlorbenzophenon ocier dessen 2.4.Dinitrophenylhydrazon durch Messung der UV-Absorption. Die unterste Nachweisgrcnze betrug nur IO /Ag. Rosenthal cf u/.~ sowie eine Reihe anderer Autoren bestimmten nach alkalischer Hydrolyse das daraus entstehende Chloroform durch Farbkomplexbildung mit Pyridin-Wasser-Natriumhydroxid (Fujiwara-Reaktion) kolorimetrisch. Die Methoden sind arbeitsaufwendig. miissig scnsitiv und werden durch andere Organochlorinsektizide. besondcrs aus der DDT-Gruppe, sowie von bereits geringen Mengen an Coextraktstoffen gest6rt. Eine AOAC-Gemeinschaftsuntersuchung ( Eiduson3) mit einer solchcn Methode im 5 ppm-Bereich (die eincn Verteilungsreinigungsschritt verwendcte) ergab unbefricdigende Empfindlichkeit und Reproduzicrbarkeit. Dem Mangel der St8rung durch Coextraktstofle begegnete Gunderson*, indem er der -leicht modifiziertenoben geschilderten Bestimmung ein wirksames clean-up an Florisil vorschaltete. Die Stiirmijglichkeit gegeniiber verschiedenen Organochlorinsektiziden -besonders im Bereich von ist aber such hier gegeben. 1 mm--In %hnIicher Weise wie die kolorimetrische wird die polarographische Bcstimdurch vorgemung (Gajan et a/.5) gesttirt. Ott cf nl.” versuchten diese Schwicrigkeit schaltete Diinnschiclitchromatographie 211 beheben. Mit Rohextrakten wurde diese Methode aber nicht ausprobiert. Mit der Entstehung der Gaschromatographie erhoffte man sich damit vie1 bessere Resultate bei der Riickstandsanalyse des Dicofols. Jedoch liess es sich nicht unzersetzt chromatographieren. Nach Morgan’ und Westlake et CI/.~ entstehen zwischen 15-85 ‘x, p.p’-Dichlorbenzophenon. Kiirzlich fasste Ives’ die inzwischen mit widerspriichlichen Ergebnissen aufwartende und zum Teil mit lrrtiimern bclastete, dicsbeziigliche Literatur zusammen. Je nach Bedingungen und Milieu kann etwas oder gar kein Dicofol neben /I./)‘-Dichlorbenzophenon gemessen werden. Chromato-
200
gramme
NOTES
von
Ives aus eigenen Untersuchungen beweisen erneut. dass Dicofol nicht in /1,/Y-Dichlorbenzophenon umgcwandelt wird, selbst nicht nach Fiillung des lnjektors mit Glaswolle. Trotzdem ist in der Literatur von Riickstandsbestimmungen auf gaschromatographischem Wege mit rmd ohne modifizicrtem lnjektor berichtet worden (z.6. Brown ef ul.*O, Morgan”). Unsere zahlreichen Versuche, solche Riickstandsuntersuchungen erfolgreich nachzuarbeiten. schlugen fehl. Weder gelang es uns, die von Ives9 einmal erhaltenc, fast unzersetzte Gaschromatographie des Wirkstoffes zu wiederholen, noch fiihrte die genaue Uberpriifung der Dicofolumwandlung in p.p’-Dichlorbenzophenon jemals zu dem Ergebnis einer reproduzierbar quantitativen Ausbeute. Sie ist vielmehr nicht nur von den kleinen Verlnderungen wiihrend des Alterns eines Trennsystems. sondern besonders such vom Extraktmilieu deutlich abhgngig. Aus diesen Griinden suchten wir nach neuen Wegen zu einer sicher reproduzierbaren Dicofolbestimmungsmethode, deren Reinigungsschritte mijglichst einfach und fiir einen schnellen Routinebetrieb geeignet sein sollten. Bei der Suche nach einem geeigneten clean-up-Verfahren machten wir uns die Bestgndigkeit des Dicofols gegen konzentrierte Schwefelstiure zunutze (vgl. Gordon und Schuckert12). Als Methode zur Abtrennung und Bestimmung des Dicofols verwendeten wir die Hochdruckfliissigkeitschromatographie. Die in den letzten Jahren erfolgte Entwicklung von Stiulenfiillmaterialien mit Partikclgrijssen von 5-10 ,u gestattet es nunmehr, Probenvolumina von 100 ~1 und mehr aufzugeben, ohne nennenswerte Einbussen in der Trennleistung zu erleiden, wie Arbeiten von Eisenbeiss und Sieper13 bzw. Karger ei al.“’ gezeigt haben. Dadurch kann die im Vergleich mit gaschromatographischen Detektoren etwas niedrigere Empfindlichkeit des an den Stiulenausgang angeschlossenen UV-Detektors teilweise nusgeglichen werden, so dass Konzentrationen im Sub-ppm-Bereich, wie sie fiir die Riickstandsanalyse relevant sind, gemessen werden kBnnen. Die vorliegende Arbeit beschreibt die Aufreinigung von sieben pflanzlichen Erntegiitern mit Hilfe von konzentrierter Schwefelstiure und die anschliesscnde Bestimmung der DicofolriickstSinde durch Messung der UV-Absorption nach vorheriger fliissigkeitschromatographischer Trennung.
quantitativ
EXPERI MENTELLES
Zur Extraktherstellung bzw. Reinigung wurden Aceton, n-Hexan und konzentrierte SchwefelsKure (alle p.A. Fa. E. Merck, Darmstadt, B.R.D.) benutzt. Das verwendete Dicofol wies einen Schmelzpunkt von F =: 78.5-79.5” auf und hatte nach Angaben des Herstellers (Pestanal-Standard, Riedel de Haen, Seelze bei Hannover, B.R.D.) einen Reinheitsgrad von 2 99%. Die folgenden Gerite wurden verwendet : Chromatronix Model1 3520 Fliissigkeitschromatograph, Hewlett-Packard Model1 1032 A UV-Detektor (KiivettengriSsse 8 ~1, Wellenliinge 254 nm) u;id Metrawatt Servogor Kompensationsschreiber. Fiir Zusatzversuche wird der in Aceton gelaste Wirkstoff (IO-50 pg je nach Substrat) auf 100 g des zerkleinerten Probenmaterials gegeben. Nach einer Wartezeit
NOTES
201
von 60 min werden 200 ml Aceton hinzugefiigt und die Probe 3 min am Ultra-Turrax homogenisiert. Der Kopf des Mixers wird mit je 25 ml Aceton zweimal abgespiilt. Das Homogenisat wird mit 5 g Celite 545 vermischt, iiber eine Filternutsche abgesaugt und mit 50 ml Aceton nachgespiilt. Nach Ablescn des Gesamtvolumens werden zwei Fiinftel davon am Rotationsverdampfer bis auf ein Volumen von 1-2 ml eingeengt. Nach Zugabe von I50 ml Wasser und IO ml gesgttigter Kochsalzltisung wird dreimal mit je 50 ml n-Hexan ausgeschiittelt. Die Hexanphasen werden gesammelt. mit wasserfreiem Na2S04 30 min lang getrocknet und dann iiber ein Rundfilter abfiltriert, wobei zweimal mit IO ml Hexan nachgesptilt wird. Der Hexanextrakt wird im Kuderna-Danish-Kolben am Rotationsverdampfer eingeengt, in einen 2 ml-Messkolben Ubergesptilt und bis zur Marke aufgefiillt.
I ml des Extraktes. entsprechend einem Probenanteil von 20 g Erntegut, wird mit I ml konzentrierter Schwefelsiure und 8 ml n-Hexan 30 set geschiittelt und mehrere Stunden stelrengelassen. Nach Abtrennung der HzSO.,-Phase wird der gereinigte Extrakt durch uberblasen von Stickstoff auf tin Volumen von 0.5 ml eingeengt, mit n-Hexan in ein 1 ml-Messktilbchen Ubergespiilt und dann auf 1 ml aufgefiillt. Die Bestimmung der DicofolriickstSinde in den gereinigten Extrakten erfolgt mit einem Fliissigkeitschromatographen unter folgenden Bedingungen : SSiule. MicroPak Si-IO der Fa. Varian (Palo Alto, Calif., U.S.A.); Abmessungen, 50 cm lang s 2.1 mm I.D.; mobile Phase, n-Hexan; Durchflussrate, 48 ml/h; S#uleneingangsdruck. 100 ,ul: Retentionszeit. 13.7 min; Wellenltinge der 34 atm; Probenauf&ibevolumen, LJV-Messung. 254 nm. ERGEBNISSE
UND
DISKUSSION
Die Auswertung erfolgt durch Vergleich der PeakfGichen, die nach der Methode Hijhe x Halbwertbreite ermittelt werden. Hierfiir sind Lijsungen des Dicofolstandards in rt-Hexan mit Konzentrationen zwischen IO-50 pug/$ gemtiss der Vorschrift fiir die Reinigung der Rohextrakte zu behandeln. Tabelle 1 enthtilt die unter den beschriebenen Bedingungen erzielten Ergebnisse. Die Wiederfindensraten stellen Mittelwerte dar, die aus je sechs Einzelbestimmungen errechnet wurden. In Klammern ist der von den Einzelwerten iiberdeckte jeweilige Streubereich angegeben. Die Riickstandkonzentration des Dicofols auf den einzelnen Substraten wurden so gewtihlt, dass sie jeweils etwa I /5 der in der deutschen Htichstmengenverordnung festgele’gten Toleranz betrug. Die Fig. I zeigt das Fli_issigkeitschromatogramm eines gereinigten Extraktes von 20 g Mohrriiben, der 0.1 ppm Dicofol enthielt. Stiirungen durch interferierende --Peaks anderer Chlorkohlenwasserstoffe, die gegen konzentriertes HLS04 stabil sind, wie DDT, DDD. Aldrin. cr-Chlordan, sind kaum ZLI erwarten, weil diese Stoffe infolge geringer Polaritlt erheblich ki.irzere Retentionszeiten aufweisen.
NOTES
202
L ZOOnaDicofol
1
0
10
Fig. I, Mohrriibcncxtrakt Wcllcnliingc. 254 nm: IO mV.
15
lcflllfl]
mit 0. I ppni Dicol’ol. Mobile PhiIsc. u-Hcxan: Durchllussratc. 0.8 ml/min Dctcktorcncmpfincilichkcit. 0.02 O.D. Einhcitcn: Schrcibcrcmpfindlichkcit,
TABELLE I DICOFOL-WIEDERFINDENSRATEN
a
Zitronc Griinc Gurkc Erdbccren Mohrriibcn Griincr Snlat Griine Bohncn TonXItcn l
Stat.
G 6 6 G G G G
Sichc&it.
0.5 0. I 0. I 0. I 0. I 0.1 0.1 P y= 95’%,.
BEI VERSCHIEDENEN
K1.5 (79.1-82.9) 83.8 (79.2-86.3) 98.3 (9&G-104..3) 8O.G (77.6~H4.1) 99.3 (96.6-104.3) 77.5 (74.7-82.2) 8 1.9 (79.8-84.4)
SUBSTRATEN
lf: 1.3 :k 2.6 rt- 3.1 rt 2.9 & 2.3 & 2.6 If: 1.7
__ _
rt 1.4 rlr 2.8 rlr 3.3 III 3.0 & 2.4 rt_ 4.8 j: I.8
:
NOTES
203
p,$-Dichlorbenzophenon wird durch die Schwefels~urebehundlung zersetzt. FUr eine gcsondcrte Bestimmung etwaiger Anteile diescs Abbauproduktes im Erntegut muss nach der von den Autoren a.a.0 .I5 bcschriebenen gelchromatographischen Methode verfahren werden. Die UV-Messungen dcr vorliegenden Arbeit wurden. weil kein Spektralphotometer zur Verfiigung stand, bei einer Wellenliinge von 254 nm gcmessen. Aus dem UV-Spektrum da Dicofols, welches sich LB. bei Gore CJ/ul.‘” findet, ist erkennbar, dass sich eine zehn- bis zwanzigfache Steigerung dcr Empfindlichkeit erreichen I&St, wenn die Messung der UV-Absorption bei einer kiirzeren WellenlZnge, etwu im Bereich von 230 nm vorgenommen wird. DANK
Wir dnnken Frau I. Grabowski und Frau M. Schm6lder fiir die unermiidliche technische Mitarbeit bei den zahlreichen Versuchen zur Nncharbeit anderer Methoden und Ausarbeitung der beschriebenen Methode. Diese Arbeit wurde als Teil des Gemeinschaftsforschungsprogrammes “Automatisierung von Untcrsuchungsverfahren iiber Vorkommen und Wirkungen von Umweltchemikalicn und ILioziden” vom Bundesministerium fiir Forschung und Technologie gef6rdert. Fiir die rnntericllc Unterstiitzung danken wir dem Ministerium ebenfalls. LITERATUR I 2 3 4 5 6 7 8
9 IO 1I 12 I3 14 15 16
F. A. Gunther und R. C. Blinn. J. Agr. Food C’/KW., 5 (1957) 51 7. 1. Rosenthal. G. J. Frisconc und F. A. Gunther. J. Agr. /?~od C/IC~II.. 5 (1957) 514. H. P. Eiduson, J. Ass. Oflir. Agr. Chw., 44 (1961) 183. E. L. Gunderson. J. Ass. OJ]ic. A.qr, C/wnr.. 46 (1963) 186. R. J. Gajan urul J. Link, J. Ass. OJJic. Arm/. C/renr., 47 (1964) II 19. D. E. Ott, F. E. Hcarth’und F. A. Gunther. B/r//. Brvirou. Co/rtnt~. Twkw/.. I (1966) 181. N. L. Morgan, Brtfi, Envirmr, Corrtcrm. Toxical.. 2 (1967) 306. W. E. Westlake, R. T. Murphy und F. A. Gunther. B~rll. Emirou. Cwtml. Toxiwl.. 1 (1966) 29. N. F. Ives, J. Ass. OJjic. Awl. C/wwr.. 56 (1973) 1335. J. R. Brown, H. Hughes und J. Viriyanondha. To.uicn/. AppI, Plmwrcrcol.. 15 (1969) 30. N. C. Morgan. Bull. Etrrhrt. Corrtcwl. Toxicol.. 3 (1968) 254. C. F. Gordon und R. J. Schuckcrt, in G. Zwcig (Editor), Andyticd M~~t/rot/s/iw PeHicidcs. Pktrrt Vol. II. Academic Press. New York, 1964. S. 264. Grarvtlr Rqvrktturs rrrrd Food Adrlitiws, F. Eiscnbciss und H. Sicper, J. C/wotm-ttcrgr,, 83 (1973) 439. B. Kargcr. M. Martin und G. Guiochon. Arrd. C/WI., 46 (1974) 1640. J. Pflugmachcr und W. Ebing. J. Chrorncrtoqtr., 93 (1974) 457. R. C. Gore, R. W. Hannah, S. C. Pattacini und T. .I. Porro, J. ,~s.s. OJJic. AM/. Chc~.. 54 (197 I) 1040.
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of Clrr~~clnrrrto~rcrl,Ir~lIv, IO9 ( 1975)
Elscvicr
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199-203 Company, Amsterdam
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Note Methode zur Reinigung stPnden auf pflanzlichen
und quantitativen Erntegtitern
Bestimmung
von
DicofolrGck-
Dicofol [2.2,2-Trichlor- I, I -his-(4-chlorphenyl)-lithanoI] ist ein A karizid. also ein Mittel zur Bekiimpfung von Spinnmilbcn. welches in der B.R.D. bci Fruchtgemiisc und Obst angewendet wird, Schon geraume Zeit wurden Vcrsuchc unternommen. Dicofolbestimmungsmethoden zu entwickeln. Gunther und Blinn’ nahmen einc alkalische Hydrolyse des Dicofols vor, wobei p.p’-Dichlorbenzophenon und Chloroform als Reaktionsprodukte entstehen. Anschliessend bestimmten sie das p.p’-Dichlorbenzophenon ocier dessen 2.4.Dinitrophenylhydrazon durch Messung der UV-Absorption. Die unterste Nachweisgrcnze betrug nur IO /Ag. Rosenthal cf u/.~ sowie eine Reihe anderer Autoren bestimmten nach alkalischer Hydrolyse das daraus entstehende Chloroform durch Farbkomplexbildung mit Pyridin-Wasser-Natriumhydroxid (Fujiwara-Reaktion) kolorimetrisch. Die Methoden sind arbeitsaufwendig. miissig scnsitiv und werden durch andere Organochlorinsektizide. besondcrs aus der DDT-Gruppe, sowie von bereits geringen Mengen an Coextraktstoffen gest6rt. Eine AOAC-Gemeinschaftsuntersuchung ( Eiduson3) mit einer solchcn Methode im 5 ppm-Bereich (die eincn Verteilungsreinigungsschritt verwendcte) ergab unbefricdigende Empfindlichkeit und Reproduzicrbarkeit. Dem Mangel der St8rung durch Coextraktstofle begegnete Gunderson*, indem er der -leicht modifiziertenoben geschilderten Bestimmung ein wirksames clean-up an Florisil vorschaltete. Die Stiirmijglichkeit gegeniiber verschiedenen Organochlorinsektiziden -besonders im Bereich von ist aber such hier gegeben. 1 mm--In %hnIicher Weise wie die kolorimetrische wird die polarographische Bcstimdurch vorgemung (Gajan et a/.5) gesttirt. Ott cf nl.” versuchten diese Schwicrigkeit schaltete Diinnschiclitchromatographie 211 beheben. Mit Rohextrakten wurde diese Methode aber nicht ausprobiert. Mit der Entstehung der Gaschromatographie erhoffte man sich damit vie1 bessere Resultate bei der Riickstandsanalyse des Dicofols. Jedoch liess es sich nicht unzersetzt chromatographieren. Nach Morgan’ und Westlake et CI/.~ entstehen zwischen 15-85 ‘x, p.p’-Dichlorbenzophenon. Kiirzlich fasste Ives’ die inzwischen mit widerspriichlichen Ergebnissen aufwartende und zum Teil mit lrrtiimern bclastete, dicsbeziigliche Literatur zusammen. Je nach Bedingungen und Milieu kann etwas oder gar kein Dicofol neben /I./)‘-Dichlorbenzophenon gemessen werden. Chromato-
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gramme
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Ives aus eigenen Untersuchungen beweisen erneut. dass Dicofol nicht in /1,/Y-Dichlorbenzophenon umgcwandelt wird, selbst nicht nach Fiillung des lnjektors mit Glaswolle. Trotzdem ist in der Literatur von Riickstandsbestimmungen auf gaschromatographischem Wege mit rmd ohne modifizicrtem lnjektor berichtet worden (z.6. Brown ef ul.*O, Morgan”). Unsere zahlreichen Versuche, solche Riickstandsuntersuchungen erfolgreich nachzuarbeiten. schlugen fehl. Weder gelang es uns, die von Ives9 einmal erhaltenc, fast unzersetzte Gaschromatographie des Wirkstoffes zu wiederholen, noch fiihrte die genaue Uberpriifung der Dicofolumwandlung in p.p’-Dichlorbenzophenon jemals zu dem Ergebnis einer reproduzierbar quantitativen Ausbeute. Sie ist vielmehr nicht nur von den kleinen Verlnderungen wiihrend des Alterns eines Trennsystems. sondern besonders such vom Extraktmilieu deutlich abhgngig. Aus diesen Griinden suchten wir nach neuen Wegen zu einer sicher reproduzierbaren Dicofolbestimmungsmethode, deren Reinigungsschritte mijglichst einfach und fiir einen schnellen Routinebetrieb geeignet sein sollten. Bei der Suche nach einem geeigneten clean-up-Verfahren machten wir uns die Bestgndigkeit des Dicofols gegen konzentrierte Schwefelstiure zunutze (vgl. Gordon und Schuckert12). Als Methode zur Abtrennung und Bestimmung des Dicofols verwendeten wir die Hochdruckfliissigkeitschromatographie. Die in den letzten Jahren erfolgte Entwicklung von Stiulenfiillmaterialien mit Partikclgrijssen von 5-10 ,u gestattet es nunmehr, Probenvolumina von 100 ~1 und mehr aufzugeben, ohne nennenswerte Einbussen in der Trennleistung zu erleiden, wie Arbeiten von Eisenbeiss und Sieper13 bzw. Karger ei al.“’ gezeigt haben. Dadurch kann die im Vergleich mit gaschromatographischen Detektoren etwas niedrigere Empfindlichkeit des an den Stiulenausgang angeschlossenen UV-Detektors teilweise nusgeglichen werden, so dass Konzentrationen im Sub-ppm-Bereich, wie sie fiir die Riickstandsanalyse relevant sind, gemessen werden kBnnen. Die vorliegende Arbeit beschreibt die Aufreinigung von sieben pflanzlichen Erntegiitern mit Hilfe von konzentrierter Schwefelstiure und die anschliesscnde Bestimmung der DicofolriickstSinde durch Messung der UV-Absorption nach vorheriger fliissigkeitschromatographischer Trennung.
quantitativ
EXPERI MENTELLES
Zur Extraktherstellung bzw. Reinigung wurden Aceton, n-Hexan und konzentrierte SchwefelsKure (alle p.A. Fa. E. Merck, Darmstadt, B.R.D.) benutzt. Das verwendete Dicofol wies einen Schmelzpunkt von F =: 78.5-79.5” auf und hatte nach Angaben des Herstellers (Pestanal-Standard, Riedel de Haen, Seelze bei Hannover, B.R.D.) einen Reinheitsgrad von 2 99%. Die folgenden Gerite wurden verwendet : Chromatronix Model1 3520 Fliissigkeitschromatograph, Hewlett-Packard Model1 1032 A UV-Detektor (KiivettengriSsse 8 ~1, Wellenliinge 254 nm) u;id Metrawatt Servogor Kompensationsschreiber. Fiir Zusatzversuche wird der in Aceton gelaste Wirkstoff (IO-50 pg je nach Substrat) auf 100 g des zerkleinerten Probenmaterials gegeben. Nach einer Wartezeit
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von 60 min werden 200 ml Aceton hinzugefiigt und die Probe 3 min am Ultra-Turrax homogenisiert. Der Kopf des Mixers wird mit je 25 ml Aceton zweimal abgespiilt. Das Homogenisat wird mit 5 g Celite 545 vermischt, iiber eine Filternutsche abgesaugt und mit 50 ml Aceton nachgespiilt. Nach Ablescn des Gesamtvolumens werden zwei Fiinftel davon am Rotationsverdampfer bis auf ein Volumen von 1-2 ml eingeengt. Nach Zugabe von I50 ml Wasser und IO ml gesgttigter Kochsalzltisung wird dreimal mit je 50 ml n-Hexan ausgeschiittelt. Die Hexanphasen werden gesammelt. mit wasserfreiem Na2S04 30 min lang getrocknet und dann iiber ein Rundfilter abfiltriert, wobei zweimal mit IO ml Hexan nachgesptilt wird. Der Hexanextrakt wird im Kuderna-Danish-Kolben am Rotationsverdampfer eingeengt, in einen 2 ml-Messkolben Ubergesptilt und bis zur Marke aufgefiillt.
I ml des Extraktes. entsprechend einem Probenanteil von 20 g Erntegut, wird mit I ml konzentrierter Schwefelsiure und 8 ml n-Hexan 30 set geschiittelt und mehrere Stunden stelrengelassen. Nach Abtrennung der HzSO.,-Phase wird der gereinigte Extrakt durch uberblasen von Stickstoff auf tin Volumen von 0.5 ml eingeengt, mit n-Hexan in ein 1 ml-Messktilbchen Ubergespiilt und dann auf 1 ml aufgefiillt. Die Bestimmung der DicofolriickstSinde in den gereinigten Extrakten erfolgt mit einem Fliissigkeitschromatographen unter folgenden Bedingungen : SSiule. MicroPak Si-IO der Fa. Varian (Palo Alto, Calif., U.S.A.); Abmessungen, 50 cm lang s 2.1 mm I.D.; mobile Phase, n-Hexan; Durchflussrate, 48 ml/h; S#uleneingangsdruck. 100 ,ul: Retentionszeit. 13.7 min; Wellenltinge der 34 atm; Probenauf&ibevolumen, LJV-Messung. 254 nm. ERGEBNISSE
UND
DISKUSSION
Die Auswertung erfolgt durch Vergleich der PeakfGichen, die nach der Methode Hijhe x Halbwertbreite ermittelt werden. Hierfiir sind Lijsungen des Dicofolstandards in rt-Hexan mit Konzentrationen zwischen IO-50 pug/$ gemtiss der Vorschrift fiir die Reinigung der Rohextrakte zu behandeln. Tabelle 1 enthtilt die unter den beschriebenen Bedingungen erzielten Ergebnisse. Die Wiederfindensraten stellen Mittelwerte dar, die aus je sechs Einzelbestimmungen errechnet wurden. In Klammern ist der von den Einzelwerten iiberdeckte jeweilige Streubereich angegeben. Die Riickstandkonzentration des Dicofols auf den einzelnen Substraten wurden so gewtihlt, dass sie jeweils etwa I /5 der in der deutschen Htichstmengenverordnung festgele’gten Toleranz betrug. Die Fig. I zeigt das Fli_issigkeitschromatogramm eines gereinigten Extraktes von 20 g Mohrriiben, der 0.1 ppm Dicofol enthielt. Stiirungen durch interferierende --Peaks anderer Chlorkohlenwasserstoffe, die gegen konzentriertes HLS04 stabil sind, wie DDT, DDD. Aldrin. cr-Chlordan, sind kaum ZLI erwarten, weil diese Stoffe infolge geringer Polaritlt erheblich ki.irzere Retentionszeiten aufweisen.
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L ZOOnaDicofol
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Fig. I, Mohrriibcncxtrakt Wcllcnliingc. 254 nm: IO mV.
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mit 0. I ppni Dicol’ol. Mobile PhiIsc. u-Hcxan: Durchllussratc. 0.8 ml/min Dctcktorcncmpfincilichkcit. 0.02 O.D. Einhcitcn: Schrcibcrcmpfindlichkcit,
TABELLE I DICOFOL-WIEDERFINDENSRATEN
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Zitronc Griinc Gurkc Erdbccren Mohrriibcn Griincr Snlat Griine Bohncn TonXItcn l
Stat.
G 6 6 G G G G
Sichc&it.
0.5 0. I 0. I 0. I 0. I 0.1 0.1 P y= 95’%,.
BEI VERSCHIEDENEN
K1.5 (79.1-82.9) 83.8 (79.2-86.3) 98.3 (9&G-104..3) 8O.G (77.6~H4.1) 99.3 (96.6-104.3) 77.5 (74.7-82.2) 8 1.9 (79.8-84.4)
SUBSTRATEN
lf: 1.3 :k 2.6 rt- 3.1 rt 2.9 & 2.3 & 2.6 If: 1.7
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rt 1.4 rlr 2.8 rlr 3.3 III 3.0 & 2.4 rt_ 4.8 j: I.8
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p,$-Dichlorbenzophenon wird durch die Schwefels~urebehundlung zersetzt. FUr eine gcsondcrte Bestimmung etwaiger Anteile diescs Abbauproduktes im Erntegut muss nach der von den Autoren a.a.0 .I5 bcschriebenen gelchromatographischen Methode verfahren werden. Die UV-Messungen dcr vorliegenden Arbeit wurden. weil kein Spektralphotometer zur Verfiigung stand, bei einer Wellenliinge von 254 nm gcmessen. Aus dem UV-Spektrum da Dicofols, welches sich LB. bei Gore CJ/ul.‘” findet, ist erkennbar, dass sich eine zehn- bis zwanzigfache Steigerung dcr Empfindlichkeit erreichen I&St, wenn die Messung der UV-Absorption bei einer kiirzeren WellenlZnge, etwu im Bereich von 230 nm vorgenommen wird. DANK
Wir dnnken Frau I. Grabowski und Frau M. Schm6lder fiir die unermiidliche technische Mitarbeit bei den zahlreichen Versuchen zur Nncharbeit anderer Methoden und Ausarbeitung der beschriebenen Methode. Diese Arbeit wurde als Teil des Gemeinschaftsforschungsprogrammes “Automatisierung von Untcrsuchungsverfahren iiber Vorkommen und Wirkungen von Umweltchemikalicn und ILioziden” vom Bundesministerium fiir Forschung und Technologie gef6rdert. Fiir die rnntericllc Unterstiitzung danken wir dem Ministerium ebenfalls. LITERATUR I 2 3 4 5 6 7 8
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F. A. Gunther und R. C. Blinn. J. Agr. Food C’/KW., 5 (1957) 51 7. 1. Rosenthal. G. J. Frisconc und F. A. Gunther. J. Agr. /?~od C/IC~II.. 5 (1957) 514. H. P. Eiduson, J. Ass. Oflir. Agr. Chw., 44 (1961) 183. E. L. Gunderson. J. Ass. OJ]ic. A.qr, C/wnr.. 46 (1963) 186. R. J. Gajan urul J. Link, J. Ass. OJJic. Arm/. C/renr., 47 (1964) II 19. D. E. Ott, F. E. Hcarth’und F. A. Gunther. B/r//. Brvirou. Co/rtnt~. Twkw/.. I (1966) 181. N. L. Morgan, Brtfi, Envirmr, Corrtcrm. Toxical.. 2 (1967) 306. W. E. Westlake, R. T. Murphy und F. A. Gunther. B~rll. Emirou. Cwtml. Toxiwl.. 1 (1966) 29. N. F. Ives, J. Ass. OJjic. Awl. C/wwr.. 56 (1973) 1335. J. R. Brown, H. Hughes und J. Viriyanondha. To.uicn/. AppI, Plmwrcrcol.. 15 (1969) 30. N. C. Morgan. Bull. Etrrhrt. Corrtcwl. Toxicol.. 3 (1968) 254. C. F. Gordon und R. J. Schuckcrt, in G. Zwcig (Editor), Andyticd M~~t/rot/s/iw PeHicidcs. Pktrrt Vol. II. Academic Press. New York, 1964. S. 264. Grarvtlr Rqvrktturs rrrrd Food Adrlitiws, F. Eiscnbciss und H. Sicper, J. C/wotm-ttcrgr,, 83 (1973) 439. B. Kargcr. M. Martin und G. Guiochon. Arrd. C/WI., 46 (1974) 1640. J. Pflugmachcr und W. Ebing. J. Chrorncrtoqtr., 93 (1974) 457. R. C. Gore, R. W. Hannah, S. C. Pattacini und T. .I. Porro, J. ,~s.s. OJJic. AM/. Chc~.. 54 (197 I) 1040.