Gynécologie Obstétrique & Fertilité 32 (2004) 1013–1022 http://france.elsevier.com/direct/GYOBFE/
Faits et arguments
Instabilité génomique et infertilité masculine Genome instability and male infertility F. Vialard a,b,c, M. Benahmed c, R. Lombroso d, J. Selva a,b,c,* a
Laboratoire d’histologie, embryologie, cytogénétique, biologie de la reproduction et de génétique médicale (université de Versailles–Saint-Quentin), centre hospitalier Poissy-Saint-Germain, 10, rue du Champ-Gaillard, 78303 Poissy cedex, France b UFR biomédicale des Saints-Pères, 45, rue des Saints-Pères, 75006 Paris, France c Unité Inserm U407, faculté Lyon-Sud, 69000 Oullins, France d Service de gynécologie–obstétrique, centre hospitalier Poissy-Saint-Germain, 10, rue du Champ-Gaillard, 78303 Poissy, France Reçu le 14 janvier 2004 ; accepté le 8 octobre 2004 Disponible sur internet le 27 octobre 2004
Résumé La connaissance du génome humain a ouvert l’ère de la génomique. L’instabilité du génome, ses causes et les éventuelles répercussions sur la fertilité commencent à être comprises. Cette instabilité peut s’observer au niveau chromosomique mais également au niveau génique. Au niveau chromosomique il s’agit de différents types de remaniements comme les translocations et les délétions du chromosome Y. Le chromosome Y est d’ailleurs un modèle d’instabilité et cette instabilité est à la base de son évolution. Tous ces remaniements sont dus à des recombinaisons entre séquences homologues qui se font de manière illégitime. Au niveau génique on trouve les mutations ponctuelles et dynamiques, les polymorphismes et les anomalies épigénétiques. Toutes sont dues à des erreurs de réplication de l’ADN non réparées par la machinerie cellulaire. Cette machinerie est garante de l’intégrité de notre génome, et son échec induit la mort cellulaire programmée. La connaissance de tous ces mécanismes d’instabilité est essentielle, d’autant qu’avec le développement de techniques d’injection spermatique intracytoplasmique nous contournons des barrières physiologiques auparavant infranchissables sans pour autant avoir les connaissances fondamentales permettant d’évaluer a priori le véritable risque pour la descendance. Il s’agit donc d’un enjeu important non seulement pour les équipes de recherche mais également pour tous les centres d’Assistance Médicale à la Procréation (AMP). Il est clair que le génome est instable. Cette instabilité fait qu’il évolue de façon continuelle, mais elle est également source d’erreurs avec des conséquences pathologiques comme les infertilités, les retards mentaux ou bien d’autres pathologies. © 2004 Elsevier SAS. Tous droits réservés. Abstract Knowledge of the human genome has opened the genomic era. The genome instability, its causes and the possible consequences especially about fertility start to be understood. This instability can be observed on chromosome structure but also on genes. Different chromosomes rearrangements involved in infertility including translocations and Y chromosome deletions are described. The Y chromosome is a model of instability, and this instability is the source of its evolution. All those rearrangements are the results of illegitimate recombinations between homologous sequences. On genes we find punctual and dynamic mutations, polymorphisms and epigenetic abnormalities. They all are the results of ADN replication mistakes not corrected by the cellular machine. This machinery is the guardian of the genome integrity and in case of abnormality the programmed cellular death is induced. The knowledge of all these instability mechanisms is essential to appreciate the risk for the offspring after intracytoplasmic sperm injection. Indeed we go round physiological barriers without a complete understanding of the mechanisms involved. Thus, this is an important challenge for research teams but also for all assisted reproduction centers, dealing with ART. Genome is unstable – the very basis of its evolution. But this is also the cause of mistakes with pathological consequences like infertility and mental retardation. © 2004 Elsevier SAS. Tous droits réservés. Mots clés : Anomalies chromosomiques ; Mutation ; Chromosome Y ; Évolution ; Instabilité ; Génome Keywords: Chromosome abnormalities; Mutation; Y chromosome; Evolution; Instability; Genome
* Auteur correspondant. Adresse e-mail :
[email protected] (J. Selva). 1297-9589/$ - see front matter © 2004 Elsevier SAS. Tous droits réservés. doi:10.1016/j.gyobfe.2004.10.016
1014
F. Vialard et al. / Gynécologie Obstétrique & Fertilité 32 (2004) 1013–1022
1. Introduction Le séquençage du génome humain a ouvert l’ère de la génomique ou étude des génomes. Aujourd’hui de très nombreux génomes sont connus, celui de la levure de boulanger (Saccharomyces cerevisae) [1], de la souris (Mus musculus) [2], et bien sûr de l’homme (Homo sapiens sapiens) [3]. Le séquençage de ce dernier fut l’enjeu d’une compétition acharnée entre le consortium public mondial et une société privée (Celera) ce qui a permis d’obtenir beaucoup plus rapidement que prévu à l’origine la séquence du génome humain. La génomique est au fondement de l’étude du fonctionnement des génomes dans leur intégralité. Plusieurs questions se posent comme celle de l’abondance des séquences répétées non codantes représentant environ 99 % de notre génome. Ces séquences sont probablement à l’origine de notre évolution, car elles créent l’instabilité de notre génome. Cette instabilité est à l’origine des translocations, et plus largement des mutations, des polymorphismes. Ces aspects induisent des pathologies dont une des plus fréquentes est l’infertilité. Cette question de l’instabilité génomique en relation avec l’infertilité masculine est d’autant plus importante que, depuis le développement de l’ICSI (intra-cytoplasmic sperm injection), il est devenu possible à des hommes considérés auparavant comme stériles, sans aucune possibilité thérapeutique, d’avoir une descendance via l’ICSI. Si la cause de l’altération de la spermatogenèse est génétique, l’ICSI pourrait être parfois réalisée mais au risque d’augmenter celui de transmission d’anomalie génétique à cette même descendance. Un bilan génétique plus ou moins important, mais encore limité en comparaison de l’enjeu, doit donc être proposé en fonction de l’atteinte spermatique de manière à évaluer ce risque de transmission. Le bilan génétique classique comporte aujourd’hui la réalisation d’un caryotype associé, suivant les cas, à la recherche de microdélétions du chromosome Y et/ou des mutations du gène CFTR. Pour le reste il ne s’agit que de techniques de recherche non encore accessibles en routine et dont les indications restent à définir. Nous verrons donc dans cette revue les conséquences de ces instabilités sur la fonction reproductive masculine et leurs impacts. Nous distinguerons plusieurs types d’instabilité, les remaniements chromosomiques (translocations et inversions) et les délétions du chromosome Y, les mutations géniques, et enfin les anomalies de l’empreinte.
brés sont associés à un phénotype habituellement normal et on y trouve les translocations réciproques (échange de deux morceaux de chromosomes de deux paires différentes) (Fig. 1a), les inversions péri- ou paracentriques (remaniement intra-chromosomique) (Fig. 1b et 1c), et enfin de façon beaucoup plus anecdotique les insertions (Fig. 1d). Les remaniements déséquilibrés sont associés à la perte ou au gain d’un morceau de chromosome et sont donc, en général, associés à des syndromes très délétères conduisant à la naissance d’enfants polymalformés ou de morts fœtales in utero. On trouve les délétions (Fig. 1e), les duplications (Fig. 1f) et les translocations déséquilibrées. Nous aborderons dans ce paragraphe tout d’abord les aneuploïdies, puis les anomalies chromosomiques équilibrées, puis les anomalies déséquilibrées avec un point sur les délétions du chromosome Y.
2. Les anomalies chromosomiques Les instabilités génomiques les plus anciennement connues sont les remaniements chromosomiques. Outre les aneuploïdies on distingue deux grands types de remaniements, équilibrés et déséquilibrés. Les remaniements équili-
Fig. 1. Schéma d’obtention des différentes anomalies chromosomiques a. Translocations b. Inversion péricentrique c. Inversion paracentrique d. Insertion e. Délétion f. Duplication.
F. Vialard et al. / Gynécologie Obstétrique & Fertilité 32 (2004) 1013–1022
2.1. Les aneuploïdies On distingue les aneuploïdies par gain d’un chromosome entier et celles qui résultent d’un remaniement de structure déséquilibré. Il ne s’agit pas vraiment ici d’instabilité génomique à proprement parler, mais plutôt d’erreur de ségrégation méiotique. Les deux syndromes les plus connus sont la trisomie 21 (47,XA,+21) et le syndrome de Klinefelter (47,XXY). La fréquence du premier est estimée à une naissance sur 700, le second concerne entre 1/500 à 1/1000 garçons [4] mais cette fréquence est difficile à estimer. Une des questions importantes est de comprendre comment la cellule peut supporter un chromosome supplémentaire. Le génome est donc non seulement instable de par la structure de ses chromosomes mais également dans sa faculté à générer des aneuploïdies. Si l’altération de la spermatogenèse allant le plus souvent jusqu’à l’azoospermie a très clairement été montrée chez les hommes 47,XXY, aucune étude de la fertilité des hommes trisomiques pour le chromosome 21 n’a été effectuée jusqu’à présent. Seuls quelques cas de paternité ont été rapportés, mais il semble qu’il y ait une diminution de la fertilité chez ces patients [5]. Néanmoins, il existe des cas de syndrome de Klinefelter où l’on retrouve des spermatozoïdes lors d’une biopsie testiculaire ou même dans l’éjaculat. Leur présence dans le testicule semble liée à celle de cellules normales 46,XY seules capables d’achever la spermatogenèse dans un environnement testiculaire très défavorable [6]. Le risque de malségrégation chromosomique pourra concerner non seulement la paire XY mais aussi les autosomes [7]. 2.2. Anomalies chromosomiques équilibrées La réalisation du caryotype des individus présentant un trouble de la fertilité est aujourd’hui couramment pratiquée. Les premières études du caryotype de populations d’hommes infertiles ont montré que la fréquence des anomalies chromosomiques était beaucoup plus importante dans ces populations que dans la population des enfants nouveau-nés [8,9]. Cette fréquence varie entre 2 et 20 % selon la population étudiée [10–14], et elle augmente avec la sévérité de l’atteinte spermatique, la numération étant le paramètre le plus prédictif d’un risque d’anomalie chromosomique. Pour schématiser, il semble que les anomalies numériques touchant les gonosomes entraînent le plus souvent des azoospermies, les anomalies équilibrées touchant plutôt les autosomes des oligospermies. Ces anomalies peuvent survenir de novo ou être héritées. Ceci montre qu’elles peuvent être compatibles avec une fertilité et ne sont le plus souvent que des facteurs de risque d’altération de la gamétogenèse. Le mécanisme exact par lequel l’anomalie chromosomique équilibrée peut induire l’échec de la gamétogenèse n’est pas encore complètement élucidé. Différentes hypothèses ont été émises et la plus vraisemblable est celle de l’interaction entre le quadrivalent et la vésicule sexuelle qui est la résultante de l’appariement
1015
entre les chromosomes X et Y par leurs régions dites pseudoautosomiques au niveau de leurs extrémités. Cette association a été démontrée par différentes études de la méiose dont celles de patients porteurs d’une translocation robertsonnienne [15–17]. Ces études montraient une interaction entre le quadrivalent, les chromosomes acrocentriques et la vésicule sexuelle, le tout proche du nucléole. Si le problème d’encombrement paraît évident, il semble néanmoins que ce soit plutôt une extension de l’inactivation précoce du chromosome X aux autosomes qui soit à l’origine de l’échec de la méiose. La présence de la vésicule sexuelle permet de plus d’expliquer la variation de l’effet délétère d’une translocation si l’on compare la méiose masculine et la méiose féminine. Certes, l’on retrouve fréquemment des remaniements chromosomiques dans la population de femmes infertiles, mais ces remaniements sont plus souvent à l’origine d’une hypofertilité ou de fausses couches spontanées que responsables d’une anovulation. Ces remaniements sont parfois de découverte fortuite lors du bilan de couple avant une injection spermatique intra cytoplasmique (ICSI) [18]. Enfin une autre explication pourrait être une perturbation des complexes synaptonémaux entre les homologues (asynapsis). En effet l’échec de la formation de ces complexes est délétère pour la spermatogenèse [19,20]. Comme pour les translocations la fréquence des inversions péricentriques est augmentée dans la population des hommes infertiles. Les inversions du chromosome 9 et du chromosome 1 ont fréquemment été rapportées mais le rôle de l’inversion du chromosome 9 reste très controversé puisqu’il est plutôt considéré comme un variant chromosomique. Des études de la méiose masculine ont également été réalisées et, dans ces situations, suggéraient un problème d’asynapsis (zone de non-appariement au stade pachytène de la première division de la méiose entre deux chromosomes d’une même paire) comme l’origine des troubles de la spermatogenèse [19,20]. Ces troubles peuvent d’ailleurs être majeurs et conduire à des azoospermies [21]. Pourquoi retrouve-t-on tant d’anomalies chromosomiques ? La réponse pourrait être que, dans notre espèce, les anomalies chromosomiques équilibrées sont un facteur important d’évolution. Chez les primates, on observe une variation du nombre de chromosomes. Le caryotype des singes dits supérieurs (chimpanzé, gorille, orang-outan) comporte 48 chromosomes, contre 46 pour l’espèce humaine. La différence se situe par la présence chez eux de deux paires de chromosomes acrocentriques (sans bras court), à la place d’une paire chromosomique ; ces paires ont fusionné pour former l’actuel chromosome deux humain [22,23]. Cette tendance des acrocentriques à fusionner se retrouve chez l’homme, l’exemple le plus parlant est la translocation robertsonnienne entre un chromosome 13 et un chromosome 14 qui est la translocation la plus fréquente dans la population humaine (0,1 % dans la population générale [24]). Une des questions essentielles est de comprendre la cause de ces remaniements. Une des réponses pourrait être la présence de régions répétées ou duplicons. Ces séquences dupli-
1016
F. Vialard et al. / Gynécologie Obstétrique & Fertilité 32 (2004) 1013–1022
Fig. 2. Différents types de recombinaison (entre chromosomes donc touchant les deux chromatides) ou conversion (entre chromatides) a. Mésappariement entre deux chromosomes issus de deux paires différentes aboutissant à une translocation b. Mésappariement entre deux chromosomes issus d’une même paire ou de deux chromatides aboutissant à une délétion sur l’un et à une duplication sur l’autre c. Mésappariement intra-chromosomique ou intra-chromatidien à l’origine d’une délétion d. Mésappariement intra-chromosomique ou intra-chromatidien à l’origine d’une inversion.
quées ont une homologie entre elles supérieure à 90 %. Elles peuvent être situées sur un même chromosome et être très proches ou bien être situées sur deux chromosomes différents. Elles sont à l’origine de désordres génomiques, issus d’une recombinaison résultant d’un mésappariement entre elles durant la méiose (Fig. 2) [25,26]. Un exemple de famille de gènes est celle des gènes des récepteurs olfactifs. Actuellement 388 gènes, potentiellement fonctionnels, ont été décrits ainsi que 414 pseudogènes (séquence ayant la structure d’un gène mais sans promoteurs de transcription) [27]. Cette famille est connue pour son rôle dans des anomalies récurrentes du génome [28]. Ces gènes sont présents sur tous les chromosomes à l’exception des chromosomes 20 et Y [29]. Ayant une grande homologie entre eux ils sont sources de recombinaisons qui peuvent aboutir à des translocations (Fig. 2a), des délétions / duplications (Fig. 2b), des délétions (Fig. 2c) et des inversions (Fig. 2d). Les patients porteurs de remaniement chromosomique présentent donc souvent une altération de la spermatogenèse et sont demandeurs d’Assistance Médicale à la Procréation. Une des questions pour ces patients pris en charge en AMP est d’évaluer le risque chromosomique pour le conceptus, lié à la présence d’un tel remaniement. Notre rôle est donc d’évaluer ce risque en effectuant une étude directe du contenu chromosomique des spermatozoïdes par hybridation in situ fluorescente (FISH). Ceci permet de connaître le mode de ségrégation de leur remaniement et d’évaluer le risque pour le conceptus [30,31]. Le conseil génétique et la conduite seront adaptés au pourcentage de spermatozoïdes équilibrés ou normaux.
2.3. Anomalies chromosomiques déséquilibrées et infertilité : les délétions Les délétions chromosomiques, mis à part celle du chromosome Y, sont en général associées à des syndromes malformatifs. Certains de ces syndromes sont associés à des problèmes de déterminisme de sexe et donc de stérilité. À titre d’exemple les délétions du bras court du chromosome 9 sont associées à des réversions dans le sens masculin féminin [32–35]. Une région critique a été décrite sur l’extrémité du bras court du chromosome 9 et dans cette région on trouve un gène candidat : DMRT1. Un cas particulier est représenté chez l’homme par les délétions du chromosome Y, où ici, seule la fertilité est altérée. L’observation de larges délétions du chromosome Y, visible sur un caryotype standard, chez des individus azoospermes a suggéré l’existence d’un facteur AZF (azoospsermic factor) sur le chromosome Y. Grâce à des sondes moléculaires la présence de microdélétions interstitielles sur le chromosomeY a pu être démontrée [36]. Avec l’utilisation de la PCR (polymerase chain reaction) la présence de trois régions impliquées dans ces remaniements AZFa, b et c a pu être démontrée [37]. La fréquence de ces délétions est, comme pour les translocations, d’autant plus importante que les caractères spermatiques et surtout la numération sont altérés. La fréquence des délétions varie entre 3 et 28 % [38–41] chez les oligospermes sévères et les azoospermes. Les délétions de AZFa sont associées à des défauts spermatiques plus graves mais ont une fréquence moins importante. Les délétions de AZF b et c peuvent également conduire à une azoospermie si la délétion est de grande taille [36].
F. Vialard et al. / Gynécologie Obstétrique & Fertilité 32 (2004) 1013–1022
La fréquence anormalement élevée de ce type d’anomalie a pu être expliquée par la présence sur le bras long du chromosome Y de séquences répétées [42] qui seraient la conséquence durant l’évolution d’une spécialisation du chromosome Y vers la spermatogenèse [43]. Le chromosome Y échappe à la pression de la sélection naturelle puisqu’il n’est que peu soumis à la recombinaison. Il possède néanmoins des régions dites pseudo-autosomiques de petites tailles communes avec le chromosome X. Or des séquences étrangères, la plupart d’origine rétrovirale, s’insèrent parfois dans le génome. Elles ont la particularité de pouvoir se dupliquer par recombinaison intra-chromosomique (Fig. 2) et donc de multiplier leurs copies. Ces séquences sont naturellement éliminées durant la méiose non pas par la présence de recombinaison intra-chromosomique mais inter-chromosomique (les crossing-over) entre les paires de chromosomes homologues. Or sur le chromosome Y, en l’absence de recombinaison classique, les séquences rétrovirales peuvent donc s’accumuler et être par la suite susceptibles de recombinaison homologues intra-chromosomique et in fine aboutir à l’excision de certaines séquences. Ceci a été vérifié pour AZFa où la présence de deux séquences HERV15 de part et d’autre de ce locus est à l’origine des délétions par recombinaison [44]. Pour le chromosome X, la méiose féminine est garante de son intégrité, les deux chromosomes étant alors considérés comme des autosomes. Comme pour les patients atteints de translocation le problème de la transmission d’une anomalie génétique à la descendance est posé pour les délétions du chromosome Y mais dans le cas présent le risque de transmission est de 100 % pour la descendance masculine [45,46]. La découverte, chez des individus fertiles, de délétion du chromosome Y [47] nous amène à réfléchir sur l’avenir du chromosome Y et sur l’effet variable d’une délétion dans une même famille en raison de l’environnement génétique global du sujet. Historiquement, on estime à environ 300 millions d’années le temps qui nous sépare de l’apparition du chromosome Y à partir d’une paire d’autosomes [43,44]. Auparavant seule la température du milieu, durant le développement embryonnaire, déterminait le sexe du conceptus comme cela se produit actuellement chez les reptiles [48]. Chez les homéothermes (c’est-à-dire les animaux ayant une seule température corporelle constante) la température a cessé d’être le signal du déterminisme du sexe et les chromosomes sexuels ou gonosomes sont apparus probablement grâce à la différenciation du gène SRY à partir de son homologue SOX3, sur le chromosome X. Ceci a persisté chez les mammifères [49,50]. C’est la présence du gène SRY, qui est le signal d’initiation du déterminisme sexuel masculin. Il est aujourd’hui acquis que le chromosome Y est le vestige d’un chromosome X qui a ensuite dégénéré ou tout du moins évolué [43]. Il contient d’ailleurs encore des parties identiques au chromosome X au niveau des extrémités des deux bras, les régions dites pseudoautosomiques ; PAR1 sur le bras court (2,4Mb) et PAR2 sur le bras long (0,7Mb) [51,52]. Ces deux régions permettent l’appariement du chromosomeY et du chromosome X durant
1017
la méiose masculine pour constituer la vésicule sexuelle, où PAR1 sera le siège d’un crossing-over obligatoire [53–55]. Contrairement aux autres gènes du chromosome Y, les gènes des régions pseudo-autosomiques sont de constitution génique identique aux gènes des autosomes car ils sont présents à la fois sur l’Y et l’X. À la suite de l’apparition du gène SRY et de nombreux remaniements du chromosome Y, celui-ci s’est enrichi en gènes spécifiques de la spermatogenèse et parallèlement appauvri en gènes déjà présents sur le chromosome X. Cette disparition s’est probablement accompagnée d’une augmentation de l’expression de ces mêmes gènes sur le chromosome X, et d’une inhibition du deuxième chromosome X chez la femme : phénomène appelé l’inactivation du chromosome X [56–58]. Aujourd’hui chez l’homme le chromosome Y est donc constitué des deux régions dites pseudo-autosomiques et de la région anciennement appelée région non recombinante du chromosome Y, et maintenant MSY pour male specific Y chromosome [59]. Dans cette région on retrouve trois types de gènes : • classe 1 : expression ubiquitaire, présent en une seule copie et dont il existe un homologue actif sur le chromosome X : exemple : USP9Y / USP9X. • classe 2 : expression testiculaire uniquement, sans homologue sur le chromosome X, et présentant plusieurs copies sur l’Y : exemple : DAZ. • classe 3 : ne correspond ni à la classe 1, ni à la classe 2. Le plus connu de ces gènes est SRY déterminant testiculaire. Récemment une nouvelle classification des gènes a été proposée en fonction de leur origine et de leur évolution [42]. On retrouve donc les gènes transposés de l’X, les gènes dégénérés issus de l’X et enfin les gènes ampliconiques (gènes en multiples copies). 2.4. Un avenir pour le chromosome Y ? Dernièrement D.C. Page et son équipe [42,60] ont émis l’hypothèse que les séquences ampliconiques du chromosome Y (c’est-à-dire composées de deux bras de séquences identiques mais orientés en sens inverse) sont à l’origine des délétions (suite aux recombinaisons intra-chromosomiques) et donc à l’origine des échecs de spermatogenèse, mais également à l’origine de la préservation des gènes spécifiquement testiculaires. Les deux bras peuvent interagir et former une boucle qui est le lieu de recombinaison Y-Y. Grâce à ce phénomène de conversion génique, c’est-à-dire de recombinaison entre les deux chromatides du chromosome Y de multiples copies de ces gènes sont apparues. Il reste à définir le nombre de copies des gènes nécessaires à une spermatogenèse complète. D’ores et déjà on sait qu’il existe des délétions englobant 50 % de la région AZFc mais qui ne sont pas associées à une altération sévère de la spermatogenèse malgré une diminution du nombre de copies des gènes spécifiques testiculaires comme DAZ (deux copies sur quatre) [61–63] et qui ont pu conduire à une paternité.
1018
F. Vialard et al. / Gynécologie Obstétrique & Fertilité 32 (2004) 1013–1022
De plus, un lien semble exister entre aneuploïdie et délétion du chromosome Y et ceci en raison de l’instabilité de ce chromosome [64,65].
3. Les mutations Si les remaniements chromosomiques sont une des facettes de l’instabilité génomique, les mutations en constituent une autre. On peut distinguer deux types de mutations, les mutations ponctuelles et les mutations par expansion ou dynamiques. Les mutations peuvent modifier une protéine et ainsi modifier, atténuer ou plus fréquemment supprimer la fonction d’un gène. Par définition les enzymes permettant la réplication de l’ADN (mécanisme de duplication de l’ADN permettant ultérieurement la division cellulaire) sont à l’origine d’erreurs que l’on estime à une erreur de bases tous les dix millions d’enzymes. Il existe donc toute une machinerie moléculaire de réparation de ces erreurs, mais il est bien évident que toutes ces erreurs ne peuvent pas être corrigées et que les tissus ayant un fort potentiel de division sont les plus souvent atteints par ces mutations de novo ; les cellules germinales font partie de ces tissus hautement réplicatifs. Pour avoir une possibilité d’expansion la nouvelle cellule doit acquérir un potentiel de développement supérieur aux cellules environnantes sinon elle disparaît consécutivement à la pression de sélection. À l’échelle d’un organe cette acquisition de nouvelles fonctions peut se traduire par un cancer et l’on parle de mutations somatiques puisqu’elles ne peuvent être transmises aux générations ultérieures. Dans le tissu germinal la mutation peut se transmettre de novo à la génération suivante et on parle de mutations germinales. Puisque quelques cellules germinales seulement ont acquis cette mutation la probabilité de transmission à la génération ultérieure est faible et il faudra des millénaires pour que la pression de sélection puisse éventuellement favoriser cette mutation si son potentiel de développement est supérieur. 3.1. Mutation ponctuelle Dans le cas de l’infertilité l’exemple le plus connu est constitué par les mutations du gène CFTR, avec 1291 mutations différentes décrites fin 2003 [66]. Dans la population générale un individu sur 25 est hétérozygote pour une des mutations (DF508 étant de loin la plus fréquente des mutations dans la population générale). L’émergence d’une telle fréquence de mutations pour un gène dans la population générale n’est possible que si cela correspond à l’acquisition d’une fonction nouvelle par les individus hétérozygotes. Pour le gène CFTR il s’agit de l’acquisition d’un mécanisme de résistance à différentes bactéries pathogènes intestinales [67,68]. On distingue deux types de mutations du gène CFTR, les mutations majeures (ex : DF508) et les mutations mineures. L’association de deux mutations majeures entraîne
la mucoviscidose, l’association d’une mutation majeure et d’une mutation mineure entraîne un phénotype atténué comme la présence chez un individu masculin d’une atrésie des canaux déférents isolée [69]. Aujourd’hui la recherche systématique de mutations du gène CFTR est admise pour tous les patients atteints d’azoospermie ou d’oligospermie extrême d’origine excrétoire. C’est actuellement le seul gène faisant l’objet d’une recherche systématique dans le cadre de l’infertilité. 3.2. Les polymorphismes Les polymorphismes génétiques sont des variations d’une paire de base dans une séquence codante ou non mais n’entraînant pas de modification de la structure de la protéine. L’origine de ce polymorphisme est identique à celle des mutations si on considère qu’un polymorphisme est une mutation non pathologique. Leurs fréquences, en revanche, sont très différentes puisque si une mutation proprement dite est rarissime il n’en est pas de même pour un polymorphisme qui par définition est présent chez au moins 1 % des individus de la population générale. Certains de ces polymorphismes sont associés à une variation de l’expression du gène les incluant. Cette variation peut être soit positive soit négative, mais en aucun cas il ne peut y avoir une absence d’expression comme dans le cas des mutations ponctuelles. Le polymorphisme le plus connu est celui différenciant les métaboliseurs rapides des métaboliseurs lents de l’alcool [70]. Certains polymorphismes ont déjà été étudiés dans le cadre de l’infertilité [71–73], et montrent des résultats très encourageants. Une des perspectives de recherche dans le domaine de l’infertilité masculine sera probablement l’étude des polymorphismes de tous les gènes intervenant dans la spermatogenèse. Ceci permettrait de déterminer des facteurs prédictifs d’infertilité comme cela est déjà proposé pour de nombreuses pathologies telles que les maladies cardiovasculaires. 3.3. Mutation dynamique Une autre source de mutations est liée aux erreurs de l’ADN transcriptase lors de la réplication d’une séquence répétée comme les microsatellites ou les triplets répétés. Il y a donc des erreurs de réplication de ces séquences entraînant des pathologies toutes dominantes. Les plus connues sont le syndrome de l’X fragile (associé à un retard mental chez l’homme) et la maladie de Steinert (ou dystrophie myotonique). Dans ces pathologies il existe trois types de patients : normaux, prémutés et mutés [74]. La différence entre ces trois groupes concerne le nombre de répétitions du triplet impliqué. Un sujet normal ne peut pas transmettre la pathologie car il ne possède que peu de répétitions et par conséquent l’ADN transcriptase ne fait pas ou peu d’erreurs. À l’inverse un individu prémuté, s’il n’est pas atteint, possède suffisamment de répétitions pour engendrer un dérapage de l’enzyme et donc transmettre la mutation à l’origine de la pathologie. Dans le cas de la maladie de Steinert, des troubles
F. Vialard et al. / Gynécologie Obstétrique & Fertilité 32 (2004) 1013–1022
1019
de la fertilité masculine ont été mis en évidence [75]. Une relation claire entre la ménopause précoce et l’état prémuté des femmes porteuses de la maladie de l’X fragile a été démontrée [76]. D’autres pathologies de ce type ont depuis été décrites et parmi elles de nombreuses pathologies neurodégénératives. Le gène du récepteur aux androgènes présente également une zone de répétition du triplet CAG dans l’exon un. Un faible nombre de répétitions est un facteur de risque pour développer un cancer de la prostate [77,78]. À l’opposé une augmentation du nombre des répétitions serait plutôt associée à un risque d’infertilité chez les hommes [79,80] mais ceci reste controversé [81].
tains patients [86–88]. Ceci, conjugué à l’observation chez les patients oligospermes d’une augmentation de la fréquence des cancers des testicules [89] permet de formuler l’hypothèse d’une dérégulation des mécanismes de contrôle de la mort cellulaire aboutissant chez certains individus à l’hypo-spermatogenèse idiopathique et ou à l’apparition d’un cancer. Cette hypothèse reste bien entendu à vérifier. Dans les années à venir, la recherche autour de ce sujet paraît essentielle. Il apparaît clair aujourd’hui que nous contournons avec l’ICSI des barrières physiologiques pour des pathologies que nous n’avons pas encore élucidées.
3.4. Épigénétique
4. Conclusion
Le dernier point à aborder dans cette revue est le moins connu actuellement mais il semble être à l’origine de très nombreuses pathologies. Il s’agit des mécanismes épigénétiques. Le génome est soumis à des mécanismes épigénétiques qui permettent de réguler l’expression des gènes sans en modifier la séquence. Un des mécanismes épigénétiques est la méthylation des doublets cytosine–guanine. La méthylation d’un gène provoque, en règle générale, son inactivation. Tous les phénomènes perturbant la méthylation sont donc potentiellement à l’origine de pathologies et les tissus les plus sensibles sont ceux qui ont un haut taux réplicatif comme les cellules germinales. On peut émettre l’hypothèse que des facteurs environnementaux comme des produits exogènes pourraient modifier cette méthylation dans les cellules germinales est donc modifier l’expression des gènes dans ces tissus. La question de la transmission ou non de ces modifications est posée. De plus on sait aujourd’hui que selon l’origine parentale un gène n’a pas la même empreinte et qu’il faut à la fois une contribution maternelle et une contribution paternelle pour obtenir un embryon normal. Une perturbation des mécanismes d’empreinte peut expliquer des échecs de développement embryonnaire ou des développements pathologiques. En outre, plusieurs publications ont récemment montré une augmentation de la fréquence des pathologies liées à l’empreinte chez les enfants issus d’AMP [82–84]. Si ceci se confirme, deux causes principales pourraient expliquer ce phénomène : un lien entre altération de la gamétogenèse et pathologie d’empreinte ou bien une altération des mécanismes épigénétiques lors des cultures de gamètes et d’embryons in vitro. Il s’agirait là d’un effet délétère des techniques d’AMP en elles-mêmes. De plus, des études effectuées sur le rat montrent de façon très explicite que dans certaines expositions médicamenteuses de la femelle gestante, l’hypo-spermatogenèse de la descendance mâle à l’âge adulte est due à une augmentation de l’apoptose (ou mort cellulaire programmée) lors de l’embryogenèse [85]. L’hypothèse serait une induction par les médicaments d’une modification épigénétique des gènes impliqués dans l’apoptose. Une proportion anormale de spermatozoïdes présentant un index de fragmentation nucléaire (spermatozoïdes à ADN fragmenté) a été observée chez cer-
L’instabilité génomique est source d’évolution. Une espèce qui n’a plus cette instabilité ne peut plus évoluer aussi vite que les autres. Cette instabilité se traduit dans l’espèce humaine par l’apparition de mutations ponctuelles ou dynamiques mais également de différents types de remaniements chromosomiques. Souvent ces modifications sont à l’origine d’impasse évolutive en provoquant soit l’apparition dans la descendance d’un phénotype anormal qui peut aller du syndrome polymalformatif à l’infertilité. Auparavant il n’y avait pas de descendance si la mutation conduisait à une infertilité. Le problème est différent aujourd’hui car d’une part de nombreux patients infertiles deviennent fertiles grâce aux techniques d’AMP et d’autre part des pathologies très délétères peuvent être associées à une vie prolongée. La connaissance du génome nous permettra très probablement de découvrir de nouveaux gènes impliqués dans les infertilités. Parmi ces pathologies bien connues émerge aujourd’hui un nouveau type de pathologie où ce n’est plus la séquence qui est touchée directement mais les systèmes de régulation par l’atteinte de l’empreinte génétique. De nombreuses molécules capables de modifier cette empreinte sont connues aujourd’hui. Elles perturbent l’expression du génome en modifiant par exemple la méthylation. L’identification de ces molécules et de ces mécanismes constitue un grand enjeu proposé à toutes les équipes travaillant sur l’infertilité. Enfin, l’infertilité peut être associée aux cancers puisque de nombreuses études ont déjà montré que l’augmentation du nombre d’hommes infertiles était corrélée à celle du nombre de cancers des testicules. Cette corrélation nous a conduits à poser la question des mécanismes régulant les infertilités et les cancers et des gènes mis en jeu. La part des oncogènes et des gènes suppresseurs de tumeurs est connue dans la genèse des cancers. Il est donc crucial de progresser dans la compréhension des gènes mis en jeu dans la spermatogenèse et ses pathologies. Ceci permettra de vérifier que l’AMP ne conduit pas à transmettre à la descendance de ces hommes infertiles des mutations constitutionnelles de ces gènes et donc une prédisposition aux cancers. Enfin, et pour finir, si des mécanismes épigénétiques tels que la méthylation de l’ADN peuvent être modifiés dans les testicules par des produits exogènes on peut donc admettre
1020
F. Vialard et al. / Gynécologie Obstétrique & Fertilité 32 (2004) 1013–1022
que de tels traitements peuvent modifier les mécanismes de régulation de l’expression du génome et donc peut-être son intégrité si ces modifications sont transmises.
Références [1] [2]
[3]
[4]
[5]
[6]
[7]
[8] [9]
[10]
[11]
[12]
[13]
[14]
[15]
[16]
[17]
[18]
The nucleotide sequence of Saccharomyces cerevisiae. Nature 1997 May 29;387(6632 Suppl). Mouse Genome Sequencing Consortium Initial. Sequencing and comparative analysis of the mouse genome. Nature 2002 Dec 5;420(6915):520–62. International Human Genome Sequencing Consortium. Initial sequencing and analysis of the human genome. Nature 2001 Feb 15;409(6822):860–921. Neilsen J, Wolhert M. Chromosome abnormalities found among 34,910 newborn children: results from a 13-year incidence study in Arhus, Denmark. Hum Genet 1991;87(1):81–3. Sheridan R, Llerena Jr. J, Matkins S, Debenham P, Cawood A, Bobrow M. Fertility in a male with trisomy 21. J Med Genet 1989; 26(5):294–8 Review. Bergère M, Wainer R, Nataf V, Bailly M, Gombault M, VilleY, Selva J. Biopsied testis cells of four 47,XXY patients: fluorescence in-situ hybridization and ICSI results. Hum Reprod 2002 Jan;17(1):32–7. Hennebicq S, Pelletier R, Bergues U, Rousseaux S. Risk of trisomy 21 in offspring of patients with Klinefelter’s syndrome. Lancet 2001 Jun 30;357(9274):2104–5. Chandley AC. The chromosomal basis of human infertility. Br Med Bull 1979;35(2):181–6. Koulischer L, Schoysman R. Studies of the mitotic and meiotic chromosomes in infertile males. J Genet Hum 1975;23(Suppl):58– 70 French. Retief AE, Van Zyl JA, Menkveld R, Fox MF, Kotze GM, Brusnicky J. Chromosome studies in 496 infertile males with a sperm count below 10 million/ml. Hum Genet 1984;66(2-3):162–4. Bourrouillou G, Dastugue N, Colombies P. Chromosome studies in 952 infertile males with a sperm count below 10 million/ml. Hum Genet 1985;71(4):366–7. Hens L, Bonduelle M, Liebaers I, Devroey P, Van Steirteghem AC. Chromosome aberrations in 500 couples referred for in-vitro fertilization or related fertility treatment. Hum Reprod 1988;3(4):451–7. Baschat AA, Kupker W, Al Hasani S, Diedrich K, Schwinger E. Results of cytogenetic analysis in men with severe subfertility prior to intracytoplasmic sperm injection. Hum Reprod 1996;11(2):330–3. Peschka B, Leygraaf J, Van der Ven K, Montag M, Schartmann B, Schubert R, et al. Type and frequency of chromosome aberrations in 781 couples undergoing intracytoplasmic sperm injection. Hum Reprod 1999;14(9):2257–63. North MO, Guichaoua MR, Delafontaine D, Luciani JM. Pachytene stage of meiosis in an infertile man carrying a reciprocal translocation between two acrocentric chromosomes. Ann Genet 1994;37(1):26–9. Guichaoua MR, Quack B, Speed RM, Noel B, Chandley AC, Luciani JM. Infertility in human males with autosomal translocations: meiotic study of a 14;22 Robertsonian translocation. Hum Genet 1990 Dec;86(2):162–6. Rosenmann A, Wahrman J, Richler C, Voss R, Persitz A, Goldman B. Meiotic association between the XY chromosomes and unpaired autosomal elements as a cause of human male sterility. Cytogenet Cell Genet 1985;39(1):19–29. Gekas J, Thepot F, Turleau C, Siffroi JP, Dadoune JP, Briault S, Rio M, Bourouillou G, Carre-Pigeon F, Wasels R, Benzacken B. Association des Cytogeneticiens de Langue Francaise. Chromosomal factors of infertility in candidate couples for ICSI: an equal risk of constitutional aberrations in women and men. Hum Reprod 2001 Jan;16(1):82–90.
[19] Gabriel-Robez O, Ratomponirina C, Rumpler Y, Le Marec B, Luciani JM, Guichaoua MR. Synapsis and synaptic adjustment in an infertile human male heterozygous for a pericentric inversion in chromosome 1. Hum Genet 1986;72(2):148–52. [20] Batanian J, Hulten MA. Electron microscopic investigations of synaptonemal complexes in an infertile human male carrier of a pericentric inversion inv(1)(p32q42). Regular loop formation but defective synapsis including a possible interchromosomal effect. Hum Genet 1987;76(1):81–9. [21] Guichaoua MR, Gabriel-Robez O, Ratomponirina C, Delafontaine D, Le Marec B, Taillemite JL, et al. Meiotic behaviour of familial pericentric inversions of chromosomes 1 and 9. Ann Genet 1986;29(3): 207–14. [22] Luke S, Verma RS. Origin of human chromosome 2. Nat Genet 1992;2(1):11–2. [23] Kasai F, Takahashi E, Koyama K, Terao K, Suto Y, Tokunaga K, Nakamura Y, Hirai M. Comparative FISH mapping of the ancestral fusion point of human chromosome 2. Chromosome Res 2000;8(8): 727–35. [24] Blouin JL, Binkert F, Antonarakis SE. Biparental inheritance of chromosome 21 polymorphic markers indicates that some Robertsonian translocations t(21;21) occur postzygotically. Am J Med Genet 1994; 49(3):363–8. [25] Lupski JR. Genomic disorders: structural features of the genome can lead to ADN rearrangements and human disease traits. Trends Genet 1998;14:417–22. [26] Yonggang J, Eichler EE, Schwartz S, Nicholls RD. Structure of Chromosomal Duplicons and their Role in Mediating Human Genomic Disorders. Genome Res 2000;10:597–610. [27] Niimura Y, Nei M. Evolution of olfactory receptor genes in the human genome. Proc Natl Acad Sci USA 2003;100(21):12235–40 Epub 2003 Sep 24. [28] Giglio S, Broman KW, Matsumoto N, Calvari V, Gimelli G, Neumann T, et al. Olfactory receptor-gene clusters, genomic-inversion polymorphisms, and common chromosome rearrangements. Am J Hum Genet 2001;68(4):874–83 Epub 2001 Feb 26. [29] http://bip.weizmann.ac.il/HORDE/ [30] Spriggs EL, Martin RH. Analysis of segregation in a human male reciprocal translocation carrier, t(1;11) (p36.3;q13.1), by two-colour fluorescence in situ hybridization. Mol Reprod Dev 1994;38(3):247– 50. [31] Rousseaux S, Chevret E, Monteil M, Cozzi J, Pelletier R, Devillard F, et al. Meiotic segregation in males heterozygote for reciprocal translocations: analysis of sperm nuclei by two and three colour fluorescence in situ hybridization. Cytogenet Cell Genet 1995;71(3): 240–6. [32] Huret JL, Leonard C, Forestier B, Rethore MO, Lejeune J. Eleven new cases of del(9p) and features from 80 cases. J Med Genet 1988;25(11): 741–9. [33] Veitia R, Nunes M, Brauner R, Doco-Fenzy M, Joanny-Flinois O, Jaubert F, et al. Deletions of distal 9p associated with 46,XY male to female sex reversal: definition of the breakpoints at 9p23.3-p24.1. Genomics 1997;41(2):271–4. [34] Raymond CS, Parker ED, Kettlewell JR, Brown LG, Page DC, Kusz K, et al. Zarkower D A region of human chromosome 9p required for testis development contains two genes related to known sexual regulators. Hum Mol Genet 1999;8(6):989–96. [35] Raymond CS, Murphy MW, O’Sullivan MG, Bardwell VJ, Zarkower D. Dmrt1, a gene related to worm and fly sexual regulators, is required for mammalian testis differentiation. Genes Dev 2000 Oct 15;14(20):2587–95. [36] Vogt P, Chandley AC, Hargreave TB, Keil R, Ma K, Sharkey A. Microdeletions in interval 6 of the Y chromosome of males with idiopathic sterility point to disruption of AZF, a human spermatogenesis gene. Hum Genet 1992;89(5):491–6.
F. Vialard et al. / Gynécologie Obstétrique & Fertilité 32 (2004) 1013–1022 [37] Vogt PH, Edelmann A, Kirsch S, Henegariu O, Hirschmann P, Kiesewetter F, et al. Human Y chromosome azoospermia factors (AZF) mapped to different subregions in Yq11. Hum Mol Genet 1996;5(7):933–43. [38] Reijo R, Alagappan RK, Patrizio P, Page DC. Severe oligozoospermia resulting from deletions of azoospermia factor gene on Y chromosome. Lancet 1996;347(9011):1290–3. [39] Simoni M, Gromoll J, Dworniczak B, Rolf C, Abshagen K, Kamischke A, et al. Screening for deletions of the Y chromosome involving the DAZ (Deleted in AZoospermia) gene in azoospermia and severe oligozoospermia. Fertil Steril 1997;67(3):542–7. [40] Krausz C, Bussani-Mastellone C, Granchi S, McElreavey K, Scarselli G, Forti G. Screening for microdeletions of Y chromosome genes in patients undergoing intracytoplasmic sperm injection. Hum Reprod 1999;14(7):1717–21. [41] Selva J, Kanafani S, PrigentY, Poncet V, Bergère M. Incidence of AZF (azoospermia factor) deletions and familial forms of infertility among patients requiring intracytoplasmic spermatozoa injection (ICSI). J Assist Reprod Genet 1997;14(10):593–5. [42] Skaletsky H, Kuroda-Kawaguchi T, Minx PJ, Cordum HS, Hillier L, Brown LG, et al. The male-specific region of the human Y chromosome is a mosaic of discrete sequence classes. Nature 2003 Jun 19;423(6942):825–37. [43] Lahn BT, Pearson NM, Jegalian K. The human Y chromosome, in the light of evolution. Nat Rev Genet 2001 Mar;2(3):207–16. [44] Kamp C, Hirschmann P, Voss H, Huellen K, Vogt PH. Two long homologous retroviral sequence blocks in proximal Yq11 cause AZFa microdeletions as a result of intrachromosomal recombination events. Hum Mol Genet 2000 Oct 12;9(17):2563–72. [45] Komori S, Kato H, Kobayashi S, Koyama K, Isojima S. Transmission of Y chromosomal microdeletions from father to son through intracytoplasmic sperm injection. J Hum Genet 2002;47(9):465–8. [46] Cram DS, Ma K, Bhasin S, Arias J, Pandjaitan M, Chu B, et al. Y chromosome analysis of infertile men and their sons conceived through intracytoplasmic sperm injection: vertical transmission of deletions and rarity of de novo deletions. Fertil Steril 2000 Nov;74(5): 909–15. [47] Rolf C, Gromoll J, Simoni M, Nieschlag E. Natural transmission of a partial AZFb deletion of the Y chromosome over three generations: case report. Hum Reprod 2002 Sep;17(9):2267–71. [48] Koipelainen H. Sex ratios and conditions required for environmental sex determination in animals. Biol. Rev Camb. Phi Soc 1990;65:147– 84. [49] Stevanovic M, Lovell-Badge R, Collignon J, Goodfellow PN. SOX3 is an X-linked gene related to SRY. Hum Mol Genet 1993;2:2013–8. [50] Foster JW, Graves JA. An SRY-related sequence on the marsupial X chromosome: implications for the evolution of the mammalian testisdetermining gene. Proc Natl Acad Sci USA 1994;91:1927–31. [51] Rappold GA. The pseudoautosomal regions of the human sex chromosomes. Hum Genet 1993;92:315–24. [52] Graves JAM, Wakefield MJ, Toder R. The Origin and evolution of the pseudoautosomal regions of human sex chromosomes. Hum Mol Genet 1998;7:1991–6. [53] Henke A, Fischer C, Rappold GA. Genetic map of the human pseudoautosomal region reveals a high rate of recombination in female meiosis at the Xp telomere. Genomics 1993;18:478–85. [54] Lien S, Szyda J, Schechinger B, Rappold G, Arnheim N. Evidence for heterogeneity in recombination in the human pseudoautosomal region: high resolution analysis by sperm typing and radiation-hybrid mapping. Am J Hum Genet 2000;66:557–66. [55] Ciccodicola A, D’Esposito M, Esposito T, Gianfrancesco F, Migliaccio C, Miano MG, et al. Differentially regulated and evolved genes in the fully sequenced Xq/Yq pseudoautosomal region. Hum Mol Genet 2000;9:395–401. [56] Lahn BT, Page DC. Functional coherence of the human Y chromosome. Science 1997;278:675–80.
1021
[57] Jegalian K, Page DC. A proposed path by which genes common to mammalian X and Y chromosomes evolve to become X inactivated. Nature 1998;394:776–80. [58] Brown CJ, Carrel L, Willard HF. Expression of genes from the human active and inactive X chromosomes. Am J Hum Genet 1997;60:1333– 43. [59] Lahn BT, Page DC. Four evolutionary strata on the human X chromosome. Scienœ 1999;286:964–7. [60] Rozen S, Skaletsky H, Marszalek JD, Minx PJ, Cordum HS, Waterston RH, Wilson RK, Page DC. Abundant gene conversion between arms of palindromes in human and ape Y chromosomes. Nature 2003 Jun 19;423(6942):873–6. [61] Fernandes S, Paracchini S, Meyer LH, Floridia G, Tyler-Smith C, Vogt PH. A Large AZFc Deletion Removes DAZ3/DAZ4 and Nearby Genes from Men in Y Haplogroup. N Am J Hum Genet 2004;74(1): 180–7 Jan. Epub 2003 Nov 21. [62] Tyler-Smith C, McVean G. The comings and goings of a Y polymorphism. Nat Genet 2003 Nov;35(3):201–2. [63] Repping S, Skaletsky H, Brown L, Van Daalen SK, Korver CM, Pyntikova T, et al. Polymorphism for a 1.6-Mb deletion of the human Y chromosome persists through balance between recurrent mutation and haploid selection. Nat Genet 2003;35(3):247–51 Nov; Epub 2003 Oct 05. [64] Siffroi JP, Le Bourhis C, Krausz C, Barbaux S, Quintana-Murci L, Kanafani S, et al. Sex chromosome mosaicism in males carrying Y chromosome long arm deletions. Hum Reprod 2000 Dec;15(12): 2559–62. [65] Le Bourhis C, Siffroi JP, McElreavey K, Dadoune JP. Y chromosome microdeletions and germinal mosaicism in infertile males. Mol Hum Reprod 2000 Aug;6(8):688–93. [66] Cystic Fibrosis Mutation Datbase. http://www.genet.sickkids. on.ca/cftr/. [67] Gabriel SE, Brigman KN, Koller BH, Boucher RC, Stutts MJ. Cystic fibrosis heterozygote resistance to cholera toxin in cystic fibrosis mouse model. Science 1994;266:107–9. [68] Pier GB, Grout M, Zaidi T, Meluleni G, Mueschenborn SS, Banting G, et al. Salmonella typhi uses CFTR to enter intestinal epithelial cells. Nature 1998;393:79–82. [69] Dumur V, Gervais R, Rigot JM, Lafitte JJ, Manouvrier S, Biserte J, et al. Abnormal distribution of CF delta F508 allele in azoospermic men with congenital aplasia of epididymis and vas deferens. Lancet 1990;336(8713):512. [70] Ehrig T, Bosron WF, Li TK. Alcohol and aldehyde dehydrogenase. Alcohol Alcohol 1990;25(2-3):105–1116. [71] Ruiz-Pesini E, Lapena AC, Diez-Sanchez C, Perez-Martos A, Montoya J, Alvarez E, et al. Human mtDNA haplogroups associated with high or reduced spermatozoa motility. Am J Hum Genet 2000;67(3): 682–96 Epub 2000 Aug 09. [72] Tanaka H, Miyagawa Y, Tsujimura A, Matsumiya K, Okuyama A, Nishimune Y. Single nucleotide polymorphisms in the protamine1 and -2 genes of fertile and infertile human male populations. Mol Hum Reprod 2003 Feb;9(2):69–73. [73] Jensen M, Leffers H, Petersen JH, Nyboe Andersen A, Jorgensen N, Carlsen E, et al. Frequent polymorphism of the mitochondrial ADN polymerase gamma gene (POLG) in patients with normal spermiograms and unexplained subfertility. Hum Reprod 2004 Jan;19(1):65– 70. [74] Verkerk AJMH, Pieretti M, Sutcliffe JS, FuY-H, Kuhl DPA, Pizzuti A, et al. Identification of a gene (FMR-1) containing a CGG repeat coincident with a breakpoint cluster region exhibiting length variation in fragile X syndrome. Cell 1991;65:905–14. [75] Sagel J, Distiller LA, Morley JE, Isaacs H, Kay G, Van der Walt A. Myotonia dystrophica: studies on gonadal function using luteinisingreleasing-hormone (LRH). J Clin Endocr Metab 1975;40:1110. [76] Marozzi A, Vegetti W, Manfredini E, Tibiletti MG, Testa G, Crosignani PG, et al. Association between idiopathic premature ovarian failure and fragile X premutation. Hum Reprod 2000 Jan;15(1):197– 202.
1022
F. Vialard et al. / Gynécologie Obstétrique & Fertilité 32 (2004) 1013–1022
[77] Schoenberg MP, Hakimi JM, Wang S, Bova GS, Epstein JI, Fischbeck KH, et al. Microsatellite mutation (CAG (24-to-18)) in the androgen receptor gene in human prostate cancer. Biochem Biophys Res Commun 1994;198:74–80. [78] Mononen N, Ikonen T, Autio V, Rokman A, Matikainen MP, Tammela TL, et al. Androgen receptor CAG polymorphism and prostate cancer risk. Hum Genet 2002;111(2):166–71 Epub 2002 Jul 03. [79] Tut TG, Ghadessy FJ, Trifiro MA, Pinsky L, Yong EL. Long polyglutamine tracts in the androgen receptor are associated with reduced trans-activation, impaired sperm production, and male infertility. J Clin Endocr Metab 1997;82:3777–82. [80] Yong EL, Loy CJ, Sim KS. Androgen receptor gene and male infertility. Hum Reprod Update 2003 Jan-Feb;9(1):1–7. [81] Patrizio P, Leonard DG. Expansion of the CAG trinucleotide repeats in the androgen receptor gene and male infertility: a controversial association. J Androl 2001;22(5):748 discussion 749. [82] Orstavik KH, Eiklid K, Van der Hagen CB, Spetalen S, Kierulf K, Skjeldal O, et al. Another case of imprinting defect in a girl with Angelman syndrome who was conceived by intracytoplasmic semen injection. Am J Hum Genet 2003 Jan;72(1):218–9. [83] Maher ER, Brueton LA, Bowdin SC, Luharia A, Cooper W, Cole TR, et al. Beckwith-Wiedemann syndrome and assisted reproduction technology (ART. J Med Genet 2003 Jan;40(1):62–4.
[84] Gicquel C, Gaston V, Mandelbaum J, Siffroi JP, Flahault A, Le BoucY. In vitro fertilization may increase the risk of Beckwith-Wiedemann syndrome related to the abnormal imprinting of the KCN1OT gene. Am J Hum Genet 2003 May;72(5):1338–41. [85] Omezzine A, Chater S, Mauduit C, Florin A, Tabone E, Chuzel F, et al. Long-term apoptotic cell death process with increased expression and activation of caspase-3 and -6 in adult rat germ cells exposed in utero to flutamide. Endocrinology 2003 Feb;144(2):648–61. [86] Lopes S, Sun JG, Jurisicova A, Meriano J, Casper RF. Sperm deoxyribonucleic acid fragmentation is increased in poor-quality semen samples and correlates with failed fertilization in intracytoplasmic sperm injection. Fertil Steril 1998;69(3):528–32. [87] Evenson DP, Larson KL, Jost LK. Sperm chromatin structure assay: its clinical use for detecting sperm ADN fragmentation in male infertility and comparisons with other techniques. J Androl 2002 Jan-Feb; 23(1):25–43. [88] Duran EH, Morshedi M, Taylor S, Oehninger S. Sperm ADN quality predicts intrauterine insemination outcome: a prospective cohort study. Hum Reprod 2002 Dec;17(12):3122–8. [89] Venn A, Healy D, McLachlan R. Cancer risks associated with the diagnosis of infertility. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol 2003 Apr;17(2):343–67.