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Lichtoptische messun der phosphoglucose-isomerase im serum
CLINICA CHIMICA ACTA
550
LICHTOPTISCHE DER
MESSUNG
PHOSPHOGLUCOSE-ISOMERASE
IM
SERUM
*
P. H. WERNERS Institut
fiiv
Physiologische
Chew&
dev Medizinischen
Akademie,
Diisseldorf
** (Deutschland)
(Eingegangen den 17. Januar, 1962) Phosphoglucose-Isomerase Sie katalysiert das reversible
(PGI) * * * wurde Gleichgewicht :
1933 von LOHMANN~ beschrieben.
G-6-P =+ F-6-P
(1).
1954 beschrieben BRUNS UND HINSBERG~ eine Methode zur Messung der PGI im Serum, die auf der Bestimmung der in der Zeiteinheit aus G-6-P entstehenden Menge F-6-P durch Messung der Farbintensitat des Oxymethylfurfurol-ResorcinKomplexes nach dem Verfahren von ROE 3 beruht. In der vorliegenden Arbeit wird die Messung der Serum PGI mit einem zusammengesetzten optischen Test nach WAR~URG beschrieben, nachdem die Methode bereits ftir hochgereinigte Enzympraparationen aus Hefe verwendet worden ist 4. PRINZIP UND METHODE Das lichtoptische Verfahren basiert auf der Messung der von rechts nach links verlaufenden Reaktion (I), wobei das anfallende G-6-P sofort mit G-6-PDH als Indikatorenzym und TPN zu 6-PG und TPNH umgesetzt, und das Mol pro Mol entstehende TPNH zur Messgrijsse wird: PGI
F-6-P y=+ G-6-P G-6-PDH G-6-P + TPN T 6-PG + TPNH + H+
(2) (3)
F-6-P, TPN und G-6-PDH wurden von der Firma Boehringer & Soehne, Mannheim, bezogen. Die tibrigen Reagenzien waren handelstibliche $.a. Praparate. “Eppendorf” bei einer Wellenlange Alle Messungen wurden mit dem Photometer von 366 m,u und einem Lichtweg von IO mm bei 25” in, Cuvetten aus optischem Spezialglas durchgeftihrt. F-6-P Bariumsalz wurde durch Ansauern mit HCl in Lijsung gebracht und Barium durch Zusatz von Natriumsulfat als BaSO,-Niederschlag abzentrifugiert ; danach wurde das PH der Losung mit Natronlauge auf etwa 7.8 eingestellt und auf das erforderliche Volumen aufgeftillt. * Der Deutschen Forschungsgemeinschaft sei fiir die gewshrte Sachbeihilfe gedankt. ** Direktor: Professor Dr. K. HINSBERG. *** Folgende Abkiirzungen werden verwendet: PGI = Phosphoglucose Isomerase; G-6-P = G-6-PDH = Glucose-6-phosphat DehyGlucose-6-phosphat ; F-6-P = Fructose-6-phosphat ; drogenase (= Zwischenferment) : 6-PG = 6-Phosphogluconat ; TPN = Triphosphopyridinnucleotid; TPXH = reduziertes TPN; Tris = Trishydroxymethylaminomethan; EDT-4 = Ethylenediaminetetraacetic acid (= Versen). CZin. Chi~rt.A&.
7
(1962) j5o-jjl
LICHTOPTISCHE
MESSUNG
DER PHOSPHOGLUCOSE-ISOMERASE
Als Puffersystem diente Tris-KC1 Puffer, und G-6-PDH liegen beide bei 7.8-8.0. Zusammensetzung
0.1
M,
pH 8.0;
die
pH
551
Optima von PGI
des Testsystems 1.0 ml Trispuffer, 0.1 M, PH 8.0 0.5 ml MgSO,-LGsung, 0.036 M 0.2 ml TPN-LBsung, 6 mg/ml (ca. 7.8 . 1.0 ml F-6-P LGsung, 3 . 10-a M 0.1 ml G-6-PDH Verdiinnung (50 Pg/ml 0.2 ml Serum
IO-~ M) Enzymprotein)
3.0 ml Gesamtvolumen
F-6-P
Praparate
enthalten
meist
kleine
Venmreinigungen
von G-6-P.
Es ist
deshalb empfehlenswert, vor Zugabe und Einmischen des Serums die G-6-P Verunreinigung mit Zwischenferment und TPN umzusetzen. Diese Reaktion ist nach 5 Min. abgelaufen. Sodann wird die PGI Messung durch Serumzugabe gestartet. Bei diesem Vorgehen eriibrigt sich ein Leerwert, der z.B. Wasser statt Substratlosung enthalt, wie sich aus unseren Untersuchungen ergibt. Fig. I zeigt den kinetischen Verlauf der
0.6
I
12345
Fig. 1. Extinktionsverlauf
2 Zeit in Minuten
vor und nach
4
6
Zugabe des Serums. zugegeben.
8 Bei
10 f
wurden
0.2
ml Serum
Reaktion vor und nach Zugabe des Serums. Die Beziehung zwischen Substratumsatz und Zeit ist unter den angegebenen Bedingungen absolut linear und der eingesetzten Serummenge streng proportional (Fig. 2). Die Substratkonzentration ist bei Endkonzentration = I . IO-~ M optimal (Fig. 3). Die MICHAELIS-MENTEN Konstante liegt bei Verwendung von Serum als Enzymquelle bei 2 * IO-~ Mel F-6-P/1. Die G-6-PDH Menge von 5 ,ug im Ansatz reicht aus, urn das anfallende G-6-P umzusetzen. Der Einsatz von IO pg brachte bei stets linearem Verlauf nach 20 Min. lediglich eine Umsatzerhijhung von 5%. Wesentlich ist die Anwesenheit von Mg 2+ Ionen im Testsystem. Die Serum PGI wird hierdurch ebensowenig beeinflusst wie das Hefe-Enzyms. Fur G-6-PDH allerdings ist eine Aktivierung durch Mg 2+ Ionen bekannt6p8, wobei bemerkenswert ist, Clin.
Chim.
Ada, 7 (1962) gjo-jsh
P. H. WERNERS
552
dass bei gleichzeitiger Anwesenheit von EDTA und Mga+ eine deutliche Hemmung der G-6-PDH zu beobachten ist, die auf die Bildung eines Mg-EDTA-SubstratKomplexes zuriickgefiihrt wird 9. EDTA alleine hat auf die PGI keinen Einflussj. Die optimale MgSO, Konzentration fiir das Testsystem wurde mit 6 . IO-~ M ermittelt (Fig. 4). 0.67
0.5 1
0.1 0.05 ml Serum im Ansats
Fig. 2. Lineare
Beziehung zwischen Substratumsatz und Zeit sowie zwischen und eingesetzter Serummenge unter Standardbedingungen.
Substratumsatz
0.12
:,I/’ 8 0.06 m g 0.02 lu
.s’
I3
2.&
6.10-4
molare
1.D3
Endkonzentrotion
2.163 F-6-P
Fig. 4. Abhgngigkeit der Reaktionsgeschwindigkeit der Dehydrierung van G-6-P mit G-6-PDH (5 pg) und TPN yen der Mg2+ Konzentration. Ordinate : Extinktionsunterschied gegeniiber Ansatz ohne M’gSO, ; Abszisse : Molare Endkonzentration des Salzes im Ansatz. l ---e AE bei 20 Min. Reaktionszeit; o-o AE bei 10 Min. Reaktionszeit.
Fig. 3. AbhLngigkeit der Serum PGI van der Substratkonzentration. Bedingungen wie im Text beschrieben.
Als Einheit der AktivitZt wird die Enzymmenge definiert, die in I ml Serum in Min. bei 25” einen Substratumsatz von I ,uMol bewirkt, entsprechend den Vorschl%gen der I.U.P.A.C. Urn, vor allem fiir klinische Zwecke, ganze Zahlen zu erhalten, geben wir die Messergebnisse in I/IOOO Einheiten-also Milli-Einheiten-an. I
ERGEBNISSE Die Aktivitgit bestimmter
der PGI
Gewebe.
Dies
im Serum beruht
UND DISKUSSION
ist ein relativ
sicherlich
einmal
feiner auf
Indikator
fiir die IntegritZt
der Lokalisation
dieses
En-
LICHTOPTISCHE
zyms im l&lichen Zellraum zahl, die fur das gereinigte
MESSUNG
DER PHOSPHOGLUCOSE-ISOMERASE
aller Gewebe, Hefe-Enzym
553
zum Andern aber auf der hohen Umsatzmit 36000 je Mol PGI bei 25’ ermittelt
wurdes. Auf Grund der sehr starken Aktivitatserhohungen bei Virushepatitis ist bisher vorwiegend Lebergewebe als Enzymquelle diskutiert worden 2. Ausfiihrlichere Untersuchungen iiber die Aktivitaten anderer Gewebe bei physiologischen und pathologischen Bedingungen liegen noch nicht vor, obwohl die Aktivitatsmessung der PGI drei besondere Vorteile bietet : (I) Das Enzym ist sowohl im Serum als such in hochgereinigter Form ausserordentlich stabil (such thermostabil) und lasst sich tiber viele Tage ohne Aktivitatsverlust konservieren 5~lo. (2) PGI wirkt als reines Enzymprotein in einem weiten Konzentrationsbereich unabhangig von der An- oder Abwesenheit von Metallionen. Der einzige bekannt gewordene und kompetitiv wirkende Inhibitor ist 6-PG, welches im Serum nicht anzutreffen ist 5. Dass dazu erforderliche Konzentrationen von 6-PG in dem beschriebenen Testsystem innerhalb der Messdauer nicht auftreten, wird durch den linearen Verlauf der Beziehungen zwischen Substratumsatz und Zeit bewiesen. Weiterhin zahlt PGI nicht zu den SH-abhangigen Enzymen: Salyrgan und +Chloromercuribenzoat bewirken keine Hemmung. (3) Gegentiber dem colorimetrischen Verfahren ist die eingesetzte Substratmenge bei der lichtoptischen Methode geringer und damit das Verfahren weniger kostspielig. Ausserdem wird bei der letztgenannten Methode nur 1/5-I/IOO der sonst notwendigen Serummenge eingesetzt. In haemolytischen Seren findet man erhohte Aktivitaten, was durch den relativ hohen Gehalt der Erythrocyten an PGI such zu erwarten ist. In Seren von 15 gesunden Versuchspersonen beiderlei Geschlechts wurde durchschnittlich 41.7 mE PGI Aktivitat gefunden, (Bereich: 18.3-59.4 mE), in leicht haemolytischen Seren 69.3 mE und bei starkerer Haemolyse 84.2 und 128.7 mE (jeweils zwei Seren). Diese Ergebnisse entsprechen den von BRUNS UND HINSBERG~ angegebenen Werten, wenn man beriicksichtigt, dass die genannten Autoren das Reaktionsgemisch bei 37’ inkubiert haben. Sie fanden-umgerechnet auf die oben definierten Einheiten-durchschnittlich 74.3 mE in Seren von gesunden weiblichen und mannlichen Versuchspersonen. Die Tatsache, dass bei akuter Hepatitis die Serum PGI Aktivitat urn den Faktor 17 erhijht ist2, deutet auf eine gewisse “Leberspezifitat” des Serum-Enzyms hin. Untersuchungen in dieser Richtung und unter besonderer Berticksichtigung der Schwangerschaftstoxikosen wurden in Angriff genommen, wobei die Frage nach dem primaren Schadigungsort dieses Zustandes im Vordergrund steht. Geringere Zunahmen findet man bei Verschlussikterus und Leberzirrhose (Erhijhung urn Faktor 3.4 bzw. 2.0)~. Unerhebliche Erhohungen wurden such in Seren von Diabetikern gefunden (durchschnittlich urn Faktor 1.65 bei einem Bereich von 0.92-2.76), die jedoch statistisch nicht signifikant sind2. DANK Herrn Prof. Dr. F. H. BRUNS sei fur seine Anregungen und Ratschlage, Frl. B. SCHICK fur ihre gewissenhafte technische Assistenz bei der Durchfiihrung dieser Arbeit such an dieser Stelle gedankt.
P. H.
5.54
WERNERS
ZUSAMMESFASSUNG
Es wird eine lichtoptische
Methode
zur Messung der PGI Aktivit2i.t im Serum
beschrieben. Auf Grund von kinetischen Messungen wurden optimale Reaktionsbedingungen ermittelt. Gegeniiber anderen Verfahren benotigt man bei dieser Methode erheblich weniger Serum. Bei gesunden Versuchspersonen stimmen die mit dem lichtoptischen und colorimetrischen Verfahren ermittelten Aktivitaten im Wesentlichen tiberein. SUMMARY “OPTICAL
TEST”
SYSTEM
FOR
THE
DETERMINATION
OF
SERUM
PHOSPHOGLUCOSE
ISOMERASE
Optimal conditions for the measurement of enzyme activities have been investigated. Studies on PGI activities of serum of healthy human subjects revealed the method to be practicable. The resulting serum PGI activities are in accordance with the values given in literature. The possible implications of serum PGI level in clinical chemistry were briefly discussed. LITERATUR 1 2 3 4 5
K. LOHMANN.
B&hem.
2..
262 (1933)
137.
BRUNS UND K. HINSBERG, B&hem. Z., 32j (1954) 532. J. H. ROE, J. Bid. Chem., 107 (1934) 15. BOEHRINGER UND SOEHNE, Mannheim, Biochemica Informationen, PGI, 1961. E. NOLTMANN UND F. H. BRUNS, Biochem. Z., 331 (1959) 436. 6 L.GLASERIJND D.H.BRowN, 1.Biol. Chem.,216 (1955) 67. ’ G. E. CLOCK UND P. MCLEAN, iliochem. J., 55 (‘953) 400. 8 B. L. HORECKER UND P.Z.SXYRNIOTIS, in S.P. COLOWICK UND X 0. KAPLAN Methods of Enzymology, Vol. I, New York, 1955, S. 323. 9 P. il.MARKS, A. SZEINBERG UND J. BANKS, J.Biol.Chem., 236 (1961) IO. 10 H. KLOTZSCH UND H.-U.BERGMEYER,Z.~~~~W. Chem., 72 (1960) 920. F.
H.
(Heransgeber),
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LICHTOPTISCHE DER
MESSUNG
PHOSPHOGLUCOSE-ISOMERASE
IM
SERUM
*
P. H. WERNERS Institut
fiiv
Physiologische
Chew&
dev Medizinischen
Akademie,
Diisseldorf
** (Deutschland)
(Eingegangen den 17. Januar, 1962) Phosphoglucose-Isomerase Sie katalysiert das reversible
(PGI) * * * wurde Gleichgewicht :
1933 von LOHMANN~ beschrieben.
G-6-P =+ F-6-P
(1).
1954 beschrieben BRUNS UND HINSBERG~ eine Methode zur Messung der PGI im Serum, die auf der Bestimmung der in der Zeiteinheit aus G-6-P entstehenden Menge F-6-P durch Messung der Farbintensitat des Oxymethylfurfurol-ResorcinKomplexes nach dem Verfahren von ROE 3 beruht. In der vorliegenden Arbeit wird die Messung der Serum PGI mit einem zusammengesetzten optischen Test nach WAR~URG beschrieben, nachdem die Methode bereits ftir hochgereinigte Enzympraparationen aus Hefe verwendet worden ist 4. PRINZIP UND METHODE Das lichtoptische Verfahren basiert auf der Messung der von rechts nach links verlaufenden Reaktion (I), wobei das anfallende G-6-P sofort mit G-6-PDH als Indikatorenzym und TPN zu 6-PG und TPNH umgesetzt, und das Mol pro Mol entstehende TPNH zur Messgrijsse wird: PGI
F-6-P y=+ G-6-P G-6-PDH G-6-P + TPN T 6-PG + TPNH + H+
(2) (3)
F-6-P, TPN und G-6-PDH wurden von der Firma Boehringer & Soehne, Mannheim, bezogen. Die tibrigen Reagenzien waren handelstibliche $.a. Praparate. “Eppendorf” bei einer Wellenlange Alle Messungen wurden mit dem Photometer von 366 m,u und einem Lichtweg von IO mm bei 25” in, Cuvetten aus optischem Spezialglas durchgeftihrt. F-6-P Bariumsalz wurde durch Ansauern mit HCl in Lijsung gebracht und Barium durch Zusatz von Natriumsulfat als BaSO,-Niederschlag abzentrifugiert ; danach wurde das PH der Losung mit Natronlauge auf etwa 7.8 eingestellt und auf das erforderliche Volumen aufgeftillt. * Der Deutschen Forschungsgemeinschaft sei fiir die gewshrte Sachbeihilfe gedankt. ** Direktor: Professor Dr. K. HINSBERG. *** Folgende Abkiirzungen werden verwendet: PGI = Phosphoglucose Isomerase; G-6-P = G-6-PDH = Glucose-6-phosphat DehyGlucose-6-phosphat ; F-6-P = Fructose-6-phosphat ; drogenase (= Zwischenferment) : 6-PG = 6-Phosphogluconat ; TPN = Triphosphopyridinnucleotid; TPXH = reduziertes TPN; Tris = Trishydroxymethylaminomethan; EDT-4 = Ethylenediaminetetraacetic acid (= Versen). CZin. Chi~rt.A&.
7
(1962) j5o-jjl
LICHTOPTISCHE
MESSUNG
DER PHOSPHOGLUCOSE-ISOMERASE
Als Puffersystem diente Tris-KC1 Puffer, und G-6-PDH liegen beide bei 7.8-8.0. Zusammensetzung
0.1
M,
pH 8.0;
die
pH
551
Optima von PGI
des Testsystems 1.0 ml Trispuffer, 0.1 M, PH 8.0 0.5 ml MgSO,-LGsung, 0.036 M 0.2 ml TPN-LBsung, 6 mg/ml (ca. 7.8 . 1.0 ml F-6-P LGsung, 3 . 10-a M 0.1 ml G-6-PDH Verdiinnung (50 Pg/ml 0.2 ml Serum
IO-~ M) Enzymprotein)
3.0 ml Gesamtvolumen
F-6-P
Praparate
enthalten
meist
kleine
Venmreinigungen
von G-6-P.
Es ist
deshalb empfehlenswert, vor Zugabe und Einmischen des Serums die G-6-P Verunreinigung mit Zwischenferment und TPN umzusetzen. Diese Reaktion ist nach 5 Min. abgelaufen. Sodann wird die PGI Messung durch Serumzugabe gestartet. Bei diesem Vorgehen eriibrigt sich ein Leerwert, der z.B. Wasser statt Substratlosung enthalt, wie sich aus unseren Untersuchungen ergibt. Fig. I zeigt den kinetischen Verlauf der
0.6
I
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Fig. 1. Extinktionsverlauf
2 Zeit in Minuten
vor und nach
4
6
Zugabe des Serums. zugegeben.
8 Bei
10 f
wurden
0.2
ml Serum
Reaktion vor und nach Zugabe des Serums. Die Beziehung zwischen Substratumsatz und Zeit ist unter den angegebenen Bedingungen absolut linear und der eingesetzten Serummenge streng proportional (Fig. 2). Die Substratkonzentration ist bei Endkonzentration = I . IO-~ M optimal (Fig. 3). Die MICHAELIS-MENTEN Konstante liegt bei Verwendung von Serum als Enzymquelle bei 2 * IO-~ Mel F-6-P/1. Die G-6-PDH Menge von 5 ,ug im Ansatz reicht aus, urn das anfallende G-6-P umzusetzen. Der Einsatz von IO pg brachte bei stets linearem Verlauf nach 20 Min. lediglich eine Umsatzerhijhung von 5%. Wesentlich ist die Anwesenheit von Mg 2+ Ionen im Testsystem. Die Serum PGI wird hierdurch ebensowenig beeinflusst wie das Hefe-Enzyms. Fur G-6-PDH allerdings ist eine Aktivierung durch Mg 2+ Ionen bekannt6p8, wobei bemerkenswert ist, Clin.
Chim.
Ada, 7 (1962) gjo-jsh
P. H. WERNERS
552
dass bei gleichzeitiger Anwesenheit von EDTA und Mga+ eine deutliche Hemmung der G-6-PDH zu beobachten ist, die auf die Bildung eines Mg-EDTA-SubstratKomplexes zuriickgefiihrt wird 9. EDTA alleine hat auf die PGI keinen Einflussj. Die optimale MgSO, Konzentration fiir das Testsystem wurde mit 6 . IO-~ M ermittelt (Fig. 4). 0.67
0.5 1
0.1 0.05 ml Serum im Ansats
Fig. 2. Lineare
Beziehung zwischen Substratumsatz und Zeit sowie zwischen und eingesetzter Serummenge unter Standardbedingungen.
Substratumsatz
0.12
:,I/’ 8 0.06 m g 0.02 lu
.s’
I3
2.&
6.10-4
molare
1.D3
Endkonzentrotion
2.163 F-6-P
Fig. 4. Abhgngigkeit der Reaktionsgeschwindigkeit der Dehydrierung van G-6-P mit G-6-PDH (5 pg) und TPN yen der Mg2+ Konzentration. Ordinate : Extinktionsunterschied gegeniiber Ansatz ohne M’gSO, ; Abszisse : Molare Endkonzentration des Salzes im Ansatz. l ---e AE bei 20 Min. Reaktionszeit; o-o AE bei 10 Min. Reaktionszeit.
Fig. 3. AbhLngigkeit der Serum PGI van der Substratkonzentration. Bedingungen wie im Text beschrieben.
Als Einheit der AktivitZt wird die Enzymmenge definiert, die in I ml Serum in Min. bei 25” einen Substratumsatz von I ,uMol bewirkt, entsprechend den Vorschl%gen der I.U.P.A.C. Urn, vor allem fiir klinische Zwecke, ganze Zahlen zu erhalten, geben wir die Messergebnisse in I/IOOO Einheiten-also Milli-Einheiten-an. I
ERGEBNISSE Die Aktivitgit bestimmter
der PGI
Gewebe.
Dies
im Serum beruht
UND DISKUSSION
ist ein relativ
sicherlich
einmal
feiner auf
Indikator
fiir die IntegritZt
der Lokalisation
dieses
En-
LICHTOPTISCHE
zyms im l&lichen Zellraum zahl, die fur das gereinigte
MESSUNG
DER PHOSPHOGLUCOSE-ISOMERASE
aller Gewebe, Hefe-Enzym
553
zum Andern aber auf der hohen Umsatzmit 36000 je Mol PGI bei 25’ ermittelt
wurdes. Auf Grund der sehr starken Aktivitatserhohungen bei Virushepatitis ist bisher vorwiegend Lebergewebe als Enzymquelle diskutiert worden 2. Ausfiihrlichere Untersuchungen iiber die Aktivitaten anderer Gewebe bei physiologischen und pathologischen Bedingungen liegen noch nicht vor, obwohl die Aktivitatsmessung der PGI drei besondere Vorteile bietet : (I) Das Enzym ist sowohl im Serum als such in hochgereinigter Form ausserordentlich stabil (such thermostabil) und lasst sich tiber viele Tage ohne Aktivitatsverlust konservieren 5~lo. (2) PGI wirkt als reines Enzymprotein in einem weiten Konzentrationsbereich unabhangig von der An- oder Abwesenheit von Metallionen. Der einzige bekannt gewordene und kompetitiv wirkende Inhibitor ist 6-PG, welches im Serum nicht anzutreffen ist 5. Dass dazu erforderliche Konzentrationen von 6-PG in dem beschriebenen Testsystem innerhalb der Messdauer nicht auftreten, wird durch den linearen Verlauf der Beziehungen zwischen Substratumsatz und Zeit bewiesen. Weiterhin zahlt PGI nicht zu den SH-abhangigen Enzymen: Salyrgan und +Chloromercuribenzoat bewirken keine Hemmung. (3) Gegentiber dem colorimetrischen Verfahren ist die eingesetzte Substratmenge bei der lichtoptischen Methode geringer und damit das Verfahren weniger kostspielig. Ausserdem wird bei der letztgenannten Methode nur 1/5-I/IOO der sonst notwendigen Serummenge eingesetzt. In haemolytischen Seren findet man erhohte Aktivitaten, was durch den relativ hohen Gehalt der Erythrocyten an PGI such zu erwarten ist. In Seren von 15 gesunden Versuchspersonen beiderlei Geschlechts wurde durchschnittlich 41.7 mE PGI Aktivitat gefunden, (Bereich: 18.3-59.4 mE), in leicht haemolytischen Seren 69.3 mE und bei starkerer Haemolyse 84.2 und 128.7 mE (jeweils zwei Seren). Diese Ergebnisse entsprechen den von BRUNS UND HINSBERG~ angegebenen Werten, wenn man beriicksichtigt, dass die genannten Autoren das Reaktionsgemisch bei 37’ inkubiert haben. Sie fanden-umgerechnet auf die oben definierten Einheiten-durchschnittlich 74.3 mE in Seren von gesunden weiblichen und mannlichen Versuchspersonen. Die Tatsache, dass bei akuter Hepatitis die Serum PGI Aktivitat urn den Faktor 17 erhijht ist2, deutet auf eine gewisse “Leberspezifitat” des Serum-Enzyms hin. Untersuchungen in dieser Richtung und unter besonderer Berticksichtigung der Schwangerschaftstoxikosen wurden in Angriff genommen, wobei die Frage nach dem primaren Schadigungsort dieses Zustandes im Vordergrund steht. Geringere Zunahmen findet man bei Verschlussikterus und Leberzirrhose (Erhijhung urn Faktor 3.4 bzw. 2.0)~. Unerhebliche Erhohungen wurden such in Seren von Diabetikern gefunden (durchschnittlich urn Faktor 1.65 bei einem Bereich von 0.92-2.76), die jedoch statistisch nicht signifikant sind2. DANK Herrn Prof. Dr. F. H. BRUNS sei fur seine Anregungen und Ratschlage, Frl. B. SCHICK fur ihre gewissenhafte technische Assistenz bei der Durchfiihrung dieser Arbeit such an dieser Stelle gedankt.
P. H.
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WERNERS
ZUSAMMESFASSUNG
Es wird eine lichtoptische
Methode
zur Messung der PGI Aktivit2i.t im Serum
beschrieben. Auf Grund von kinetischen Messungen wurden optimale Reaktionsbedingungen ermittelt. Gegeniiber anderen Verfahren benotigt man bei dieser Methode erheblich weniger Serum. Bei gesunden Versuchspersonen stimmen die mit dem lichtoptischen und colorimetrischen Verfahren ermittelten Aktivitaten im Wesentlichen tiberein. SUMMARY “OPTICAL
TEST”
SYSTEM
FOR
THE
DETERMINATION
OF
SERUM
PHOSPHOGLUCOSE
ISOMERASE
Optimal conditions for the measurement of enzyme activities have been investigated. Studies on PGI activities of serum of healthy human subjects revealed the method to be practicable. The resulting serum PGI activities are in accordance with the values given in literature. The possible implications of serum PGI level in clinical chemistry were briefly discussed. LITERATUR 1 2 3 4 5
K. LOHMANN.
B&hem.
2..
262 (1933)
137.
BRUNS UND K. HINSBERG, B&hem. Z., 32j (1954) 532. J. H. ROE, J. Bid. Chem., 107 (1934) 15. BOEHRINGER UND SOEHNE, Mannheim, Biochemica Informationen, PGI, 1961. E. NOLTMANN UND F. H. BRUNS, Biochem. Z., 331 (1959) 436. 6 L.GLASERIJND D.H.BRowN, 1.Biol. Chem.,216 (1955) 67. ’ G. E. CLOCK UND P. MCLEAN, iliochem. J., 55 (‘953) 400. 8 B. L. HORECKER UND P.Z.SXYRNIOTIS, in S.P. COLOWICK UND X 0. KAPLAN Methods of Enzymology, Vol. I, New York, 1955, S. 323. 9 P. il.MARKS, A. SZEINBERG UND J. BANKS, J.Biol.Chem., 236 (1961) IO. 10 H. KLOTZSCH UND H.-U.BERGMEYER,Z.~~~~W. Chem., 72 (1960) 920. F.
H.
(Heransgeber),