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Quinolones : de l’antibiogramme aux phénotypes de résistance
L’ANTIBIOGRAMME ET SON INTERPRÉTATION PHÉNOTYPIQUE EN 2012
Quinolones : de l’antibiogramme aux phénotypes de résistance Vincent Cattoira,b,*
RÉSUMÉ
SUMMARY
Les quinolones sont des antibiotiques bactéricides très utilisés en thérapeutique. Ce sont de puissants inhibiteurs de l’ADN gyrase et la topoisomérase IV bactériennes. Du fait de leur utilisation excessive, la résistance à ces antibactériens est en constante augmentation chez toutes les espèces bactériennes à travers le monde. Les mécanismes de résistance acquise sont principalement chromosomiques (modification des cibles, imperméabilité/efflux actif) tandis que la résistance plasmidique est fréquemment détectée chez les entérobactéries. Ainsi, il est primordial de tester in vitro la sensibilité des micro-organismes vis-à-vis de cette classe d’antibiotiques. Devant un antibiogramme, décrypter les mécanismes de résistance responsables du phénotype observé est essentiel afin de rendre au clinicien un résultat interprété et cohérent pour une prescription optimale. Dans cet article, les phénotypes de résistance aux quinolones les plus couramment observés chez les bactéries à Gram négatif et à Gram positif sont présentés, en fonction des mécanismes de résistance sousjacents. L’interprétation des résultats donnée ici suit les recommandations du Comité de l’antibiogramme de la Société française de microbiologie. Quinolone – fluoroquinolone – phénotype – sensibilité – résistance – interprétation.
1. Introduction Les quinolones sont des antibiotiques bactéricides très largement utilisés en médecine humaine et vétérinaire. Ces molécules sont généralement classées en générations en fonction de leur spectre d’activité et de leur date de mise sur le marché. Les premières quinolones, dites de première génération (ex. acide nalidixique, acide oxolinique, acide
Service de microbiologie et CNR de la résistance aux antibiotiques (Laboratoire associé « Entérocoques et résistances particulières des bactéries à Gram positif ») Centre hospitalier universitaire Côte-de-Nacre Avenue de la Côte-de-Nacre 14033 Caen cedex 9 b EA 4655 « Risques microbiens » Université de Caen Basse-Normandie Faculté de médecine 14032 Caen cedex a
* Correspondance [email protected] article reçu le 26 avril, accepté le 5 juin 2012. © 2012 – Elsevier Masson SAS – Tous droits réservés.
Quinolones: From antibiogram to resistance phenotypes The quinolones are bactericidal antimicrobial agents widely used in medicine. They are potent inhibitors of bacterial DNA gyrase and topoisomerase IV. Because of their extensive use, quinolone resistance is constantly increasing among all bacterial species worldwide. Mechanisms of acquired resistance mostly result from chromosomal mutations (target modification, impermeability/active efflux) whereas plasmid-mediated resistance is commonly found in Enterobacteriaceae. Therefore, it is essential to perform in vitro antimicrobial susceptibility testing for quinolones. When reading an antibiogram, deciphering resistance mechanisms responsible for the observed phenotype is clinically important in order to deliver to the physician the best option for an optimal antibiotic therapy. In this review, quinolone resistance phenotypes mainly encountered in Gram-negative and Gram-positive bacteria are summarized, with the description of underlying resistance mechanisms. Throughout the text, interpretation of the results was made according to the recommendations of the Antibiogram Committee of the French Society for Microbiology. Quinolone – fluoroquinolone – phenotype – susceptibility – resistance – interpretation.
pipémidique), comprennent des molécules à spectre étroit, jadis utilisées dans le traitement des infections urinaires dues aux entérobactéries [1]. Tous les dérivés synthétisés par la suite sont désignés « fluoroquinolones » du fait de la présence d’un atome de fluor en position C6. Ces molécules présentent un spectre d’activité élargi et des propriétés pharmacocinétiques beaucoup plus intéressantes. Par conséquent, les fluoroquinolones sont indiquées par voie orale ou parentérale dans le traitement de nombreuses infections [2]. Les quinolones de deuxième génération (ex. norfloxacine, ofloxacine, péfloxacine, ciprofloxacine) présentent un spectre élargi à d’autres bacilles à Gram négatif (ex. Pseudomonas aeruginosa pour la ciprofloxacine), à certains coques à Gram positif (ex. Staphylococcus aureus) et aux bactéries intracellulaires. Les molécules de troisième génération, ou dites fluoroquinolones antiREVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - SEPTEMBRE-OCTOBRE 2012 - N° 445 //
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pneumococciques, ont été développées pour étendre le spectre à Streptococcus pneumoniae (ex. sparfloxacine, lévofloxacine, moxifloxacine). Enfin, des fluoroquinolones de quatrième génération (ex. trovafloxacine, gatifloxacine), présentant une activité accrue sur les bactéries anaérobies strictes, sont disponibles dans certains pays étrangers [1].
[9] et l’efflux actif médié par la pompe QepA rapporté en 2007 [10, 11]. L’acétyltransférase AAC(6’)-Ib-cr est en fait un variant de l’acétyltransférase AAC(6’)-Ib (enzyme bien connue qui inactive les aminosides dont l’amikacine) avec une mutation unique responsable de l’élargissement de spectre d’inactivation aux fluoroquinolones [9].
2. Mode d’action et mécanismes de résistance
3. Antibiogrammes des bactéries à Gram négatif
2.1. Mode d’action
3.1. Entérobactéries
Les quinolones inhibent l’action des topoisomérases de type II : l’ADN gyrase et la topoisomérase IV [3]. Ces enzymes sont essentielles à la croissance bactérienne en contrôlant la topologie de l’ADN lors des étapes de réplication, de transcription, et de recombinaison/réparation de l’ADN. Ces enzymes tétramériques, homologues entre elles, sont constituées de deux sous-unités GyrA et GyrB (ADN gyrase) ou ParC et ParE (topoisomérase IV). À noter que l’ADN gyrase est généralement la cible préférentielle chez les bactéries à Gram négatif tandis que la topoisomérase IV l’est chez les bactéries à Gram positif.
Les fluoroquinolones sont très utilisées dans le traitement des infections dues aux entérobactéries, notamment les infections urinaires et digestives. Escherichia coli est l’espèce-type de cette famille, et les mécanismes décrits chez cette espèce sont similaires à ceux retrouvés chez les autres espèces d’Enterobacteriaceae. Alors que la résistance de bas niveau aux fluoroquinolones peut être due à différents mécanismes (mutation unique dans GyrA, imperméabilité/efflux actif, résistance plasmidique), la résistance de haut niveau est toujours due à l’accumulation de plusieurs mutations dans les QRDR des topoisomérases de type II (tableau I) [4]. À noter que cette résistance de haut niveau est souvent facilitée par les mécanismes de résistance de bas niveau. Les premières mutations apparaissent dans la QRDR de GyrA, préférentiellement au niveau des codons 83 et 87, ce qui confère un haut niveau de résistance à l’acide nalidixique et un bas niveau de résistance à la ciprofloxacine (tableau I) [12, 13]. Des mutations ont été décrites au niveau du codon 81 avec un phénotype atypique de résistance aux fluoroquinolones et de sensibilité à l’acide nalidixique, mais elles restent exceptionnelles [14]. Des mutations dans ParC n’apparaissent qu’après une ou plusieurs mutations dans GyrA, résultant en une résistance de haut niveau à toutes les fluoroquinolones (tableau I) [12, 13]. Quelques mutations de GyrB ont aussi été rapportées tandis que les mutations dans ParE sont exceptionnelles.
2.2. Mécanismes de résistance La résistance aux quinolones est principalement chromosomique, généralement due à une diminution d’affinité de l’antibiotique pour sa cible [4]. Ceci est dû à une modification de l’ADN gyrase et/ou de la topoisomérase IV par mutations ponctuelles. À noter que ce mécanisme est le seul responsable du phénotype de résistance de haut niveau aux fluoroquinolones. Les mutations apparaissent quasiexclusivement dans de courtes régions conservées des deux protéines appelées « quinolone resistance-determining regions » (QRDR) [4]. Ce type de résistance est multi-étapes (mutants de 1er niveau, de 2e niveau,…) avec une première mutation facilitant la sélection d’une seconde et ainsi de suite (potentiellement jusqu’à 3 ou 4), une augmentation du niveau de résistance avec le nombre de mutations et une mutation de 1er niveau au niveau de la cible primaire (généralement l’ADN gyrase chez les bactéries à Gram négatif et la topoisomérase IV chez les bactéries à Gram positif) [5, 6]. Un phénotype de résistance, en général de bas niveau, peut être dû à une diminution d’accumulation intracellulaire de l’antibiotique par imperméabilité et/ou efflux actif [4]. Le mécanisme d’imperméabilité est dû à une modification qualitative et/ou quantitative d’une porine de la membrane externe des bactéries à Gram négatif impliquée dans l’entrée de fluoroquinolones hydrophiles (ex. norfloxacine, ciprofloxacine). L’efflux actif, dû à l’hyper-expression de systèmes de pompes d’efflux par mutations au niveau des régulateurs, confère généralement un phénotype de résistance croisée à plusieurs familles d’antibiotiques de structures différentes. Plus récemment, des mécanismes de résistance plasmidique ont été décrits chez les bactéries à Gram négatif, généralement associés aux mécanismes chromosomiques [7]. Il y a trois types de résistance plasmidique décrits à ce jour : la protection de la cible due aux protéines Qnr décrite en 1998 [8], l’inactivation enzymatique due à l’acétyltransférase AAC(6’)-Ib-cr identifiée en 2005
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Tableau I – Phénotypes de résistance aux quinolones chez E. coli [8-10, 12, 13]. CMI Nala,c (mg/L)
CMI Cipb,c (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
2-4 [S]
0,01 [S]
Sauvage
2-4 [S]
0,04-0,08 [S]
AAC(6’)-Ib-cr
2-4 [S]
0,12-0,25 [S]
QepA
8-32 [I/R]
0,12-0,25 [S]
Qnr
128-256 [R]
0,25 [S]
1 mutation GyrA ± efflux
512-> 2 000 [R]
1-4 [I/R]
1 mutation GyrA + 1-2 mutation(s) ParC 1 mutation GyrA + 1 mutation GyrB + 1 mutation ParC
> 2 000 [R]
8-64 [R]
2 mutations GyrA + 1 mutation ParC
> 2 000 [R]
64-128 [R]
2 mutations GyrA + 2 mutations ParC
a
Nal, acide nalidixique. Cip, ciprofloxacine. [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant.
b c
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La diminution de perméabilité (impliquant la porine OmpF) et l’efflux actif (médié par le système AcrAB-TolC) sont responsables d’une diminution de sensibilité aux fluoroquinolones hydrophiles (ex. norfloxacine, ciprofloxacine) (tableau I) [4, 15]. Trois mécanismes de résistance plasmidique, responsables d’un phénotype de résistance de bas niveau, ont aussi été décrits chez les entérobactéries [7]. Le premier est dû à une protection de la cible par les protéines Qnr et confère une résistance à l’acide nalidixique et une Tableau II – Phénotypes simplifiés de résistance aux quinolones chez les entérobactéries. Rendu au cliniciena Mécanisme(s) de résistance probable
NALb
Sauvage Qnr
NORc
CIP
S
S
S
I/R
S
S
1 mutation GyrA
R
S/I
S
1 mutation GyrA + 1-2 mutation(s) ParC
R
R
I/R
2 mutations GyrA + 1-2 mutations(s) ParC
R
R
R
a
Nal, acide nalidixique ; NOR, norfloxacine ; CIP, ciprofloxacine ; S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant. b Les souches de Salmonella spp. résistantes à l’acide nalidixique doivent être catégorisées résistantes aux fluoroquinolones [16]. c Les souches sensibles à la norfloxacine sont sensibles aux autres fluoroquinolones tandis que pour les souches I ou R, l’activité de chaque molécule doit être testée indépendamment [16].
diminution de sensibilité aux fluoroquinolones (tableau I) [8]. Le deuxième mécanisme implique l’acétyltransférase AAC(6’)-Ib-cr qui inactive certaines fluoroquinolones (norfloxacine et ciprofloxacine) avec une légère diminution de sensibilité (tableau I) [9]. Enfin, le troisième mécanisme est un efflux actif plasmidique (pompe QepA) responsable d’une diminution de sensibilité aux fluoroquinolones hydrophiles (ex. norfloxacine, ciprofloxacine) (tableau I) [10, 11]. À noter que, même si tous ces mécanismes de résistance plasmidique ne confèrent pas de phénotypes de résistance de haut niveau, ils facilitent la sélection in vitro et in vivo de mutants résistants à haut niveau [7]. En pratique, il est généralement conseillé de tester au moins trois quinolones : l’acide nalidixique, la norfloxacine et la ciprofloxacine auxquels on peut éventuellement ajouter l’ofloxacine (tableau II). La résistance aux quinolones est croisée entre les différentes molécules, mais elle peut varier pour chaque molécule [16]. Les souches sensibles à la norfloxacine sont sensibles aux autres fluoroquinolones ; en revanche, pour les souches de sensibilité intermédiaire ou résistantes, des différences d’activité intrinsèque impliquent de tester indépendamment les autres molécules (tableau III) [16]. Un cas particulier concerne les souches de Salmonella spp. résistantes à l’acide nalidixique, qui doivent être catégorisées résistantes aux fluoroquinolones en raison d’un risque élevé d’échec clinique [16].
Tableau IIIA – Concentrations critiques (mg/L) des quinolones recommandées par le CA-SFM [16]. Concentrations critiques (≤ S/R >) [mg/L]a Ent
Pse
Aci/ Sm/ Bc
Sta
Enc
Pne
Str
Hae
Nem
Neg
Cam
Hel
Ana
Acide nalidixique
8/16
-
-
-
-
-
-
-
-
-
8/16
-
-
Ciprofloxacine Lévofloxacine Moxifloxacine Norfloxacine Ofloxacine
0,5/1 1/2 0,5/1 0,5/1 0,5/1
0,5/1 1/2 -
1/1 1/2 1/1
1/1 1/2 0,5/1 1/1
1/4 1/2 -
0,12/2 2/2 0,5/0,5 -b -
1/2 0,5/1 -
0,5 1 0,5 0,5
0,03/0,06 -
0,03/0,06 0,12/0,25
0,5/1 -
1/1 -
1/2 -
Antibiotique
a
Ent, Enterobacteriaceae ; Pse, Pseudomonas aeruginosa ; Aci, Acinetobacter spp., Stenotrophomonas maltophilia et Burkholderia cepacia ; Sta, staphylocoques ; Enc, entérocoques ; Pne, pneumocoque ; Str, Streptococcus spp. ; Hae, Haemophilus influenzae ; Nem, Neisseria meningitidis ; Neg, Neisseria gonorrhoeae ; Cam, Campylobacter spp. ; Hel, Helicobacter pylori ; Ana, bactéries anaérobies. b Utilisée pour le dépistage de sensibilité diminuée aux fluoroquinolones. Si la CMI est > 16 mg/L, il y a un risque élevé de sélection in vivo de mutants résistants et d’échec clinique.
Tableau IIIB – Diamètres critiques (mm) des quinolones recommandés par le CA-SFM [16]. Diamètres critiques (≥S/R<) [mm]a Ent
Pse
Aci/ Sm/ Bc
Sta
Enc
Pne
Str
Hae
Nem
Neg
Acide nalidixique
20/15
-
-
-
-
-
-
21c
-
25d
20/15
-
-
Ciprofloxacine Lévofloxacine Moxifloxacine Norfloxacine Ofloxacine
25/22 20/17 24/21 25/22 25/22
25/22 20/17 -
22/22 20/17 22/22
22/22 20/17 24/21 22/22
-
30/19 17/17 24/24 -b -
20/17 24/21 -
-
-
-
25/22 -
20/20 -
21/18 -
Antibiotique
Cam
Hel
Ana
a
Ent, Enterobacteriaceae ; Pse, Pseudomonas aeruginosa ; Aci, Acinetobacter spp., Stenotrophomonas maltophilia et Burkholderia cepacia ; Sta, staphylocoques ; Enc, entérocoques ; Pne, pneumocoque ; Str, Streptococcus spp. ; Hae, Haemophilus influenzae ; Nem, Neisseria meningitidis ; Neg, Neisseria gonorrhoeae ; Cam, Campylobacter spp. ; Hel, Helicobacter pylori ; Ana, bactéries anaérobies. b Utilisée pour le dépistage de sensibilité diminuée aux fluoroquinolones. Si le diamètre est < 7 mm (disque chargé à 5 μg), il y a un risque élevé de sélection in vivo de mutants résistants et d’échec clinique. c Un disque d’acide nalidixique (chargé à 30 μg) peut être utilisé pour la détection de sensibilité diminuée aux fluoroquinolones. Si le diamètre est < 21 mm, les CMI des fluoroquinolones doivent être déterminées. d La détection d’une sensibilité diminuée ou d’une résistance aux fluoroquinolones est effectuée à l’aide d’un disque d’acide nalidixique (chargé à 30 μg). Si le diamètre est < 25 mm, les CMI de l’ofloxacine ou de la ciprofloxacine doivent être mesurées.
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Tableau IV – Phénotypes de résistance à la ciprofloxacine chez P. aeruginosa [18-20, 22]. CMI Cipa,b (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
0,12-0,25 [S]
Sauvage (léger efflux possible)
0,5 [S]
1 mutation GyrA ou efflux
1-2 [I/R]
1 mutation GyrA ou GyrB et/ou efflux
4-16 [R]
1 mutation GyrA ou GyrB ± efflux 1 mutation GyrA + 1 mutation ParC ou ParE ± efflux
≥ 32 [R]
1 mutation GyrA + efflux 1 mutation GyrA + 1 mutation GyrB, ParC ou ParE ± efflux 1 mutation GyrB + 1 mutation ParC ± efflux Plusieurs mutations GyrA, GyrB, ParC et/ou ParE ± efflux
a
Cip, ciprofloxacine. b [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant.
Tableau V – Phénotypes de résistance aux quinolones chez A. baumannii [24]. CMI Nala,c (mg/L)
CMI Cipb,c (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
2-8 [S]
0,12-1 [S]
Sauvage (léger efflux possible)
64-512 [R]
4-16 [R]
1 mutation GyrA ± efflux
>1024 [R]
32-128 [R]
1 mutation GyrA + 1 mutation ParC ± efflux
a
Nal, acide nalidixique. Cip, ciprofloxacine. c [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; R, résistant. b
Tableau VI – Phénotypes de résistance aux quinolones chez C. jejuni et C. coli [30, 31]. CMI Nala,c (mg/L)
CMI Cipb,c (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
1-4 [S]
0,12-0,25 [S]
Sauvage
≥ 64 [R]
2-64 [R]
1 mutation GyrA
≥ 128 [R]
64- ≥ 128 [R]
2 mutations GyrAd
a
Nal, acide nalidixique. Cip, ciprofloxacine. [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; R, résistant. d Mutants obtenus in vitro.
Différents systèmes de pompes d’efflux ont aussi été incriminés dans la résistance de bas niveau aux fluoroquinolones, avec une augmentation des CMI de la ciprofloxacine allant de 2 à 16 fois (tableau IV) [19-22]. Les quatre principaux systèmes impliqués sont MexAB-OprM, MexCD-OprJ, MexEF-OprN et MexXY(OprM) [23]. À noter que la résistance de haut niveau est souvent due à la combinaison entre modification des cibles et hyper-expression des systèmes de pompes d’efflux (tableau IV) [19]. Enfin, aucun déterminant de résistance plasmidique n’a encore été décrit chez P. aeruginosa.
3.3. Autres bacilles à Gram négatif non fermentaires Comme les entérobactéries, Acinetobacter baumannii est naturellement sensible à l’acide nalidixique et aux fluoroquinolones. La résistance est principalement due à l’accumulation des mutations dans les QRDR de GyrA et ParC (tableau V) [24], même si l’efflux actif semble y contribuer partiellement (ex. système AdeABC) [25]. Stenotrophomonas maltophilia et Burkholderia cepacia sont naturellement sensibles à la ciprofloxacine (CMI de 1 mg/L). Alors que chez B. cepacia la résistance est clairement due à des mutations successives dans GyrA et ParC [26], la résistance chez S. maltophilia est beaucoup moins bien établie avec des souches hautement résistantes dénuées de mutations dans les QRDR [27]. À noter que S. maltophilia présente généralement un phénotype atypique avec une plus grande sensibilité à l’acide nalidixique qu’aux fluoroquinolones. Enfin, l’efflux actif a probablement un rôle important chez ces deux espèces [28]. En pratique, il est recommandé d’au moins tester l’activité de la ciprofloxacine, les valeurs critiques étant identiques pour ces trois espèces (tableau III) [16]. À noter que l’expression de la résistance, même si elle est croisée, est variable d’une fluoroquinolone à une autre et qu’il est recommandé de déterminer la CMI de la molécule potentiellement utilisable en thérapeutique.
b c
3.2. Pseudomonas aeruginosa Contrairement aux entérobactéries, P. aeruginosa est naturellement résistant à l’acide nalidixique et présente une sensibilité diminuée aux plus anciennes fluoroquinolones, comme la norfloxacine et l‘ofloxacine [17]. En pratique, seules la lévofloxacine et la ciprofloxacine sont testées (tableau III) [16], tout en sachant que cette dernière est la plus active et le plus souvent indiquée (en général en association) dans le traitement des infections dues au bacille pyocyanique. Les principaux mécanismes de résistance aux fluoroquinolones chez P. aeruginosa sont la modification des cibles et l’efflux actif [17]. Comme les autres bactéries à Gram négatif, les mutations apparaissent préférentiellement au niveau de GyrA (notamment au niveau des codons 83 et 87) puis des mutations supplémentaires peuvent avoir lieu au niveau de GyrB, ParC et/ou ParE (tableau IV) [18-20].
82
3.4. Campylobacter La résistance naturelle de Campylobacter fetus à l’acide nalidixique, alors que Campylobacter jejuni et Campylobacter coli sont naturellement sensibles, en fait un bon caractère d’identification. Cependant, l’acquisition de résistance aux quinolones devenue fréquente chez ces deux dernières espèces (au-delà de 15-20 %) a rendu ce caractère d’identification moins fiable. Comme chez les autres bactéries à Gram négatif, la résistance aux quinolones chez C. jejuni et C. coli est principalement due à une modification de l’ADN gyrase accompagnée ou non d’un efflux actif médié par le système CmeABC [29]. À noter que la résistance plasmidique n’a pas encore été détectée chez les souches résistantes de Campylobacter spp. Du fait de l’absence de topoisomérase IV chez Campylobacter, une mutation spontanée unique dans GyrA confère généralement une résistance de haut niveau à la ciprofloxacine (CMI ≥ 2 mg/L) (tableau VI), Thr86Ile (codon 83 chez E. coli) étant la substitution la plus fréquente [30-32]. À noter qu’aucune modification de GyrB n’a été associée à la résistance. La pompe d’efflux CmeB contribue au
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niveau basal de sensibilité et à la résistance acquise aux fluoroquinolones. Sa surexpression est responsable d’une augmentation des CMI de la ciprofloxacine chez les souches portant des mutations dans GyrA, mettant en évidence l’effet coopératif des mécanismes de résistance [32, 33]. En pratique, il existe un diamètre d’inhibition autour des disques de quinolones pour les souches sauvages tandis que les mutants GyrA présentent généralement un haut niveau de résistance avec absence de zone d’inhibition (tableau III) [16].
3.5. Helicobacter pylori Les fluoroquinolones (notamment ciprofloxacine et lévofloxacine) peuvent être utilisées dans le traitement de troisième ligne des infections à H. pylori. Cependant, du fait de l’émergence de la résistance à ces antibiotiques, leur sensibilité in vitro doit être évaluée. Comme les espèces du genre Campylobacter, H. pylori ne possède pas de topoisomérase IV, et donc une mutation dans GyrA confère directement un haut niveau de résistance à la ciprofloxacine (CMI ≥ 8 mg/L) (tableau VII) [34, 35]. Les mutations apparaissent généralement au niveau des codons 87 et 91, correspondant respectivement aux positions 83 et 87 chez E. coli [34,35]. À noter qu’il existe un polymorphisme naturel au niveau du codon 87 chez les souches sauvages, les souches Thr87 étant plus sensibles (d’un facteur 4 environ) que les souches Asn87 [35]. Aucune mutation dans GyrB n’a été décrite à ce jour ainsi qu’aucun efflux actif. En pratique, la CMI de la ciprofloxacine peut être déterminée, l’interprétation étant valable pour la lévofloxacine et la moxifloxacine. Un disque de ciprofloxacine (chargé à 5 μg) peut aussi être utilisé : si le diamètre d’inhibition est < 20 mm, les CMI doivent être déterminées (tableau III) [16].
3.6. Haemophilus influenzae Les fluoroquinolones sont très actives in vitro sur H. influenzae, et sont largement utilisées dans le traitement des infections respiratoires chez l’adulte. En dehors de la surveillance épidémiologique de la résistance, il y a aussi un risque d’échec clinique du fait de l’existence de quelques souches hautement résistantes [36, 37]. Comme les autres bactéries à Gram négatif, la résistance est principalement due à des mutations au niveau des QRDR de GyrA et ParC (tableau VIII) [38, 39]. Même si l’implication de l’efflux actif est probable, aucune évidence n’a encore été faite chez H. influenzae. En pratique, le CA-SFM recommande de détecter la sensibilité diminuée aux fluoroquinolones en utilisant un disque d’acide nalidixique (chargé à 30 μg). Si le diamètre est < 21 mm, la CMI de la fluoroquinolone, potentiellement utilisable en thérapeutique, devra être déterminée (tableau III) [16].
3.7. Neisseria gonorrhoeae Les fluoroquinolones, en particulier la ciprofloxacine, ont été largement utilisées dans le traitement monodose des infections gonococciques. Cependant, l’émergence de la résistance à ces antibiotiques interdit maintenant leur emploi en première intention.
La résistance est due à l’apparition de mutations au niveau de GyrA et ParC, le système d’efflux MtrCDE jouant un rôle très secondaire (tableau IX) [40]. Les mutations sont principalement retrouvées au niveau des codons 91 et 95 de GyrA (codons 83 et 87 chez E. coli) [1, 40]. Comme chez la plupart des autres bactéries, plus le nombre de mutations est important, plus le niveau de résistance est élevé (tableau IX) [40, 42, 43]. En pratique, le CA-SFM recommande de détecter les souches résistantes ou de sensibilité diminuée à l’aide d’un disque d’acide nalidixique (chargé à 30 μg). Si le diamètre est < 25 mm, il faut mesurer les CMI de l’ofloxacine ou de la ciprofloxacine (tableau III) [16]. Tableau VII – Phénotypes de résistance aux quinolones chez H. pylori [34, 35]. CMI Nala,c (mg/L)
CMI Cipb,c (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
32-128 [R]
0,12-1 [S]
Sauvage
128-256 [R]
8-32 [R]
1 mutation GyrA
-
16-64 [R]
2 mutations GyrAd
a
Nal, acide nalidixique. b Cip, ciprofloxacine. c [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; R, résistant. d Mutants obtenus in vitro.
Tableau VIII – Phénotypes de résistance aux quinolones chez H. influenzae [38, 39]. CMI Cipb,e (mg/L)
CMI Levc,e (mg/L)
CMI Moxd,e (mg/L)
0,5-2
0,010,03 [S]
0,03 [S]
0,03 [S]
Sauvage
2-128
0,12-4 [S/NS]
0,06-2 [S/NS]
0,06-4 [S/NS]
1 mutation GyrA
32-128
0,5-4 [S/NS]
0,25-4 [S/NS]
0,5-2 [S/NS]
1 mutation GyrA + 1 mutation ParC
2-64
1-32 [NS]
0,5-32 [S/NS]
1-32 [NS]
2 mutations GyrA + 1 mutation ParC
CMI Nala (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
a
Nal, acide nalidixique. Cip, ciprofloxacine. c Lev, lévofloxacine. d Mox, moxifloxacine. e [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; NS, non sensible. b
Tableau IX – Phénotypes de résistance aux quinolones chez N. gonorrhoeae [40, 42]. CMI Nala (mg/L)
CMI Oflb,d (mg/L)
CMI Cipc,d (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
0,5-4
0,008-0,06 [S]
0,004-0,016 [S]
Sauvage
128-256
0,25-1 [I/R]
0,06-0,5 [I/R]
1 mutation GyrA
128-256
0,5-2 [R]
0,25-0,5 [R]
1 mutation GyrA + 1 mutation ParC
256
4-8 [R]
2-8 [R]
2 mutations GyrA + 1 mutation ParC
a
Nal, acide nalidixique. Ofl, ofloxacine. Cip, ciprofloxacine. d [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant. b c
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Tableau X – Phénotypes de résistance aux quinolones chez S. aureus [46-49]. CMI Cipa,d (mg/L)
CMI Levb,d (mg/L)
CMI Moxc (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
0,12-0,25 [S]
0,12 [S]
0,03-0,06
Sauvage
0,5-1 [S]
0,25 [S]
0,03-0,06
Efflux (NorA)
1-2 [S/R]e
0,5-1[S/R]e
0,12-0,25
1 mutation GrlA
1-2 [S/R]e
0,5 [S/R]e
0,12-0,25
1 mutation GrlB
4 [R]
4 [R]
1
1 mutation GrlB + 1 mutation GyrA
16-64 [R]
16 [R]
4
1 mutation GrlA + 1 mutation GyrA ± efflux
a
Cip, ciprofloxacine. Lev, lévofloxacine. c Mox, moxifloxacine. d [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant. e Selon la molécule testée, ces mutants seront rendus S ou R [16]. b
3.8. Neisseria meningitidis La ciprofloxacine est recommandée dans le traitement préventif (500 mg en dose unique) des infections à méningocoques. Les souches de sensibilité diminuée à la ciprofloxacine (CMI de 0,06 à 0,12 mg/L) restent exceptionnelles [44, 45]. La résistance est principalement due à des mutations dans la QRDR de GyrA au niveau des codons 91 et 95 (codons 83 et 87 chez E. coli) [44,45]. L’hyper-expression du système d’efflux MtrCDE semble également contribuer, dans une moindre mesure, à la sensibilité diminuée aux fluoroquinolones [44]. En pratique, le CA-SFM recommande de déterminer directement la CMI de la ciprofloxacine, les concentrations critiques proposées ne s’appliquant qu’à l’utilisation de l’antibiotique dans la prophylaxie des infections méningococciques (tableau III) [16].
4. Antibiogrammes des bactéries à Gram positif 4.1. Staphylocoques Les fluoroquinolones sont particulièrement intéressantes dans le traitement des infections ostéo-articulaires dues
aux staphylocoques, du fait de leur excellente diffusion tissulaire. Chez Staphylococcus aureus comme chez les staphylocoques à coagulase négative, la résistance est principalement due à des mutations dans les QRDR des topoisomérases de type II, la topoisomérase IV étant la cible préférentielle. Ainsi, les premières mutations apparaissent dans ParC (aussi dénommée GrlA), principalement au niveau des codons 80 et 84, et dans ParE (aussi dénommée GrlB), puis des mutations supplémentaires dans GyrA peuvent avoir lieu (tableau X) [46-49]. Un efflux actif, médié par l’hyper-expression de la pompe appelée NorA, est aussi possible (tableau X) [46-49]. En pratique, comme la péfloxacine, l’ofloxacine, la lévofloxacine et la ciprofloxacine ont une activité in vitro similaire sur les staphylocoques, et que la résistance est croisée entre ces molécules, une seule de ces molécules est en général testée, le résultat obtenu pour l’une d’entre d’elles étant valable pour les autres. En cas de résistance à l’une de ces molécules, il faut donc rendre résistant pour toutes les autres molécules (y compris celles encore actives) en raison du risque élevé de sélection in vivo de mutants résistants et d’échec clinique (tableau III) [16]. Enfin, même s’il existe des valeurs critiques pour la moxifloxacine, son usage dans les infections staphylococciques est très limité et donc le résultat du test ne doit pas être rendu au clinicien.
4.2. Pneumocoque La lévofloxacine et la moxifloxacine constituent les fluoroquinolones anti-pneumococciques, largement utilisées dans le traitement des infections respiratoires (hautes et basses) communautaires chez l’adulte. La prévalence des souches de sensibilité diminuée aux fluoroquinolones (CMI de la ciprofloxacine > 2 mg/L) est encore exceptionnelle en France. Cependant, environ 1,5 % des souches de pneumocoque isolées chez l’adulte présentent un phénotype de bas niveau de résistance où il existe un risque d’échec clinique [50]. La résistance est principalement due à des mutations dans ParC, GyrA et/ou ParE bien que l’efflux actif soit aussi fréquemment associé (ex. pompe PmrA) (tableau XI) [51-53].
Tableau XI – Phénotypes de résistance aux quinolones chez S. pneumoniae [51-53]. a
CMI Norb (mg/L)
CMI Pef (mg/L)
CMI Cipc (mg/L)
CMI Spxd (mg/L)
CMI Lvxe,g (mg/L)
CMI Moxf,g (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
8
4
1
0,25
0,5 [S]
0,12 [S]
Sauvage
8
32
4
0,25
0,5-1 [R]h
0,12-0,25 [R]h
Efflux
8-16
4-8
1-2
0,5-2
0,5-1
0,25-0,5
1 mutation GyrAi
h
32-64
32
4
0,5-1
1-2 [R]
32-128
32-128
8-32
4-32
8-16 [R]
2-4 [R]
1 mutation ParC + 1 mutation GyrA
128
> 32
32-64
16-64
16-32 [R]
4-16 [R]
2 mutations ParC + 1 mutation GyrA
a
0,25-0,5 [R]
h
1 mutation ParC
Pef, péfloxacine. b Nor, norfloxacine. c Cip, ciprofloxacine. d Spx, sparfloxacine. e Lev, lévofloxacine. f Mox, moxifloxacine. g [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; R, résistant. h En utilisant la norfloxacine comme marqueur de résistance de bas niveau, ces fluoroquinolones seront interprétées résistantes en raison d’un risque élevé de sélection in vivo de mutants hautement résistants et d’échec clinique. i Les mutants GyrA sont rares et ne sont pas détectés en pratique en utilisant la norfloxacine comme marqueur de résistance de bas niveau.
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L’ANTIBIOGRAMME ET SON INTERPRÉTATION PHÉNOTYPIQUE EN 2012
Tableau XII – Détection phénotypique des mécanismes de résistance aux fluoroquinolones chez S. pneumoniae [54]. Valeurs pour interprétationa Mécanismes de résistance Mutant ParC Mutant efflux Mutant GyrA Mutant ParC et GyrA a b
R R S R
Norfloxacine
Lévofloxacine
Péfloxacine
R < 10 mm
R < 17 mm
R < 10 mm
S S S I ou R
R S S R
Sparfloxacine/ Ciprofloxacineb SPX > CIP SPX > CIP SPX < CIP SPX > CIP
S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant. Comparaison de la zone d’inhibition autour de la sparfloxacine et de la ciprofloxacine.
À noter que, suivant la nature de la fluoroquinolone, les premières mutations apparaissent au niveau de ParC (ex. péfloxacine, norfloxacine, ciprofloxacine, lévofloxacine) ou de GyrA (ex. sparfloxacine, moxifloxacine). Les mutations ont lieu au niveau des codons 79 et 83 (codons 80 et 84 chez E. coli) de ParC, et 81 et 85 (codons 83 et 87 chez E. coli) de GyrA [51-53]. Les résistances de haut niveau sont mieux détectées en étudiant l’activité de la lévofloxacine tandis que celles de bas niveau sont mises en évidence par l’utilisation d’anciennes fluoroquinolones, plus spécifiquement affectées par l’efflux (ex. norfloxacine), une mutation ParC (ex. péfloxacine) ou une mutation GyrA (ex. sparfloxacine) (tableau XI) [54]. En pratique, le dépistage de souches de sensibilité diminuée aux fluoroquinolones est réalisé en mesurant l’activité de la norfloxacine. Si le diamètre (disque chargé à 5 μg) est < 7 mm ou la CMI > 16 mg/L, il existe un risque élevé de sélection in vivo de mutants résistants aux fluoroquinolones et d’échec clinique (tableau III) [16]. Dans un but épidémiologique, il est possible de déterminer phénotypiquement la nature du mécanisme de résistance en utilisant cinq fluoroquinolones : norfloxacine, ciprofloxacine, sparfloxacine, lévofloxacine et péfloxacine (tableau XII) [54]. À noter qu’en absence de test pour la péfloxacine, il n’est pas possible de distinguer entre les mutants ParC et efflux [54].
4.3. Entérocoques Les fluoroquinolones n’ont pas d’indication dans les infections à entérocoques du fait de leur activité modérée et de l’émergence rapide de mutants résistants. Cependant, elles ont pu être utilisées contre des souches de Enterococcus faecium multirésistantes. Comme les autres bactéries à Gram positif, la résistance à haut niveau aux fluoroquinolones est principalement due à des différentes mutations dans ParC puis dans GyrA (tableau XIII) [53, 55, 56]. Les mutations ont lieu au niveau des codons 85 et 89 (codons 80 et 84 chez E. coli) de ParC, et 84 et 88 (codons 83 et 87 chez E. coli) de GyrA [53, 55, 56]. Quelques modifications de ParE ou GyrB et l’implication d’un efflux actif ont aussi été rapportés (tableau XIII) [53, 57]. À noter que les souches d’E. faecium actuellement responsables d’épidémies hospitalières, appartiennent toutes à un même complexe clonal appelé CC17. Ces souches adaptées à l’environnement hospitalier présentent un haut niveau de résistance à l’ampicilline et aux fluoroquinolones. Les CMI de la ciprofloxacine sont ≥ 64 mg/L, ceci dû à la présence de mutations au niveau de ParC et GyrA [58]. En pratique, seules les fluoroquinolones avec une meilleure activité anti-Gram + doivent être testées, la moxifloxacine étant plus active que la lévofloxacine (tableau III) [16].
4.4. Clostridium difficile Parmi les fluoroquinolones, la moxifloxacine est une molécule de nouvelle génération avec une bonne activité in vitro sur les anaérobies stricts. Les souches sauvages de C. difficile présentent généralement des CMI de la moxifloxacine allant de 0,5 à 2 mg/L [59]. Même si elle reste encore rare, la résistance acquise aux fluoroquinolones chez C. difficile a été rapportée, avec des CMI de 4 à 32 mg/L [59, 60]. Elle est due à des mutations dans GyrA (codon 82) ou GyrB (codons 426 et 447) tandis que la topoisomérase IV ne semble pas exister chez cette espèce [60]. À noter qu’il y a actuellement une émergence d’un clone hypervirulent (appelé ribotype 027) qui est résistant à haut niveau à l’érythromycine et aux fluoroquinolones. Notamment, ces souches présentent des CMI > 32 mg/L à la moxifloxacine, ceci dû à la mutation unique Thr82Ile dans GyrA [61]. En pratique, il n’y a pas d’indication clinique des fluoroquinolones pour les diarrhées à C. difficile mais il est recommandé de tester la sensibilité des souches vis-à-vis de la moxifloxacine dans un but épidémiologique (souche sauvage si CMI ≤ 4 mg/L), notamment pour le dépistage de ces souches hypervirulentes de ribotype 027 [62]. Il est à noter que les souches résistantes aux fluoroquinolones n’appartiennent pas obligatoirement à ce clone.
5. Conclusion Du fait de l’augmentation constante de la résistance aux quinolones, il est nécessaire d’étudier in vitro la sensibilité Tableau XIII – Phénotypes de résistance aux quinolones chez E. faecalis [53]. CMI Cipa (mg/L)
CMI Levb,d (mg/L)
CMI Moxc,d (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
2
1 [S]
0,25 [S]
Sauvage
4
2 [I]
0,5 [S]
1 mutation ParC
32-128
16-64 [R]
2-32 [R]
1 mutation ParC + 1 mutation GyrA ± 1 mutation ParE
128
64 [R]
32 [R]
1 mutation ParC + 1 mutation GyrA + efflux
a
Cip, ciprofloxacine. Lev, lévofloxacine. Mox, moxifloxacine. d [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant. b c
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à ces antibiotiques pour quasiment toutes les espèces bactériennes d’importance médicale. L’interprétation des résultats (CMI et/ou diamètres d’inhibition) doit être réalisée à l’aide des recommandations faites par le CA-SFM, valeurs critiques progressivement harmonisées avec celles recommandées par le Comité européen EUCAST. Enfin,
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les quinolones ne doivent plus être utilisées en traitement empirique, et doivent demeurer des alternatives thérapeutiques après l’établissement d’un antibiogramme. Déclaration d’intérêts : l’auteur déclare ne pas avoir de conflits d’intérêts en relation avec cet article.
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Quinolones : de l’antibiogramme aux phénotypes de résistance Vincent Cattoira,b,*
RÉSUMÉ
SUMMARY
Les quinolones sont des antibiotiques bactéricides très utilisés en thérapeutique. Ce sont de puissants inhibiteurs de l’ADN gyrase et la topoisomérase IV bactériennes. Du fait de leur utilisation excessive, la résistance à ces antibactériens est en constante augmentation chez toutes les espèces bactériennes à travers le monde. Les mécanismes de résistance acquise sont principalement chromosomiques (modification des cibles, imperméabilité/efflux actif) tandis que la résistance plasmidique est fréquemment détectée chez les entérobactéries. Ainsi, il est primordial de tester in vitro la sensibilité des micro-organismes vis-à-vis de cette classe d’antibiotiques. Devant un antibiogramme, décrypter les mécanismes de résistance responsables du phénotype observé est essentiel afin de rendre au clinicien un résultat interprété et cohérent pour une prescription optimale. Dans cet article, les phénotypes de résistance aux quinolones les plus couramment observés chez les bactéries à Gram négatif et à Gram positif sont présentés, en fonction des mécanismes de résistance sousjacents. L’interprétation des résultats donnée ici suit les recommandations du Comité de l’antibiogramme de la Société française de microbiologie. Quinolone – fluoroquinolone – phénotype – sensibilité – résistance – interprétation.
1. Introduction Les quinolones sont des antibiotiques bactéricides très largement utilisés en médecine humaine et vétérinaire. Ces molécules sont généralement classées en générations en fonction de leur spectre d’activité et de leur date de mise sur le marché. Les premières quinolones, dites de première génération (ex. acide nalidixique, acide oxolinique, acide
Service de microbiologie et CNR de la résistance aux antibiotiques (Laboratoire associé « Entérocoques et résistances particulières des bactéries à Gram positif ») Centre hospitalier universitaire Côte-de-Nacre Avenue de la Côte-de-Nacre 14033 Caen cedex 9 b EA 4655 « Risques microbiens » Université de Caen Basse-Normandie Faculté de médecine 14032 Caen cedex a
* Correspondance [email protected] article reçu le 26 avril, accepté le 5 juin 2012. © 2012 – Elsevier Masson SAS – Tous droits réservés.
Quinolones: From antibiogram to resistance phenotypes The quinolones are bactericidal antimicrobial agents widely used in medicine. They are potent inhibitors of bacterial DNA gyrase and topoisomerase IV. Because of their extensive use, quinolone resistance is constantly increasing among all bacterial species worldwide. Mechanisms of acquired resistance mostly result from chromosomal mutations (target modification, impermeability/active efflux) whereas plasmid-mediated resistance is commonly found in Enterobacteriaceae. Therefore, it is essential to perform in vitro antimicrobial susceptibility testing for quinolones. When reading an antibiogram, deciphering resistance mechanisms responsible for the observed phenotype is clinically important in order to deliver to the physician the best option for an optimal antibiotic therapy. In this review, quinolone resistance phenotypes mainly encountered in Gram-negative and Gram-positive bacteria are summarized, with the description of underlying resistance mechanisms. Throughout the text, interpretation of the results was made according to the recommendations of the Antibiogram Committee of the French Society for Microbiology. Quinolone – fluoroquinolone – phenotype – susceptibility – resistance – interpretation.
pipémidique), comprennent des molécules à spectre étroit, jadis utilisées dans le traitement des infections urinaires dues aux entérobactéries [1]. Tous les dérivés synthétisés par la suite sont désignés « fluoroquinolones » du fait de la présence d’un atome de fluor en position C6. Ces molécules présentent un spectre d’activité élargi et des propriétés pharmacocinétiques beaucoup plus intéressantes. Par conséquent, les fluoroquinolones sont indiquées par voie orale ou parentérale dans le traitement de nombreuses infections [2]. Les quinolones de deuxième génération (ex. norfloxacine, ofloxacine, péfloxacine, ciprofloxacine) présentent un spectre élargi à d’autres bacilles à Gram négatif (ex. Pseudomonas aeruginosa pour la ciprofloxacine), à certains coques à Gram positif (ex. Staphylococcus aureus) et aux bactéries intracellulaires. Les molécules de troisième génération, ou dites fluoroquinolones antiREVUE FRANCOPHONE DES LABORATOIRES - SEPTEMBRE-OCTOBRE 2012 - N° 445 //
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pneumococciques, ont été développées pour étendre le spectre à Streptococcus pneumoniae (ex. sparfloxacine, lévofloxacine, moxifloxacine). Enfin, des fluoroquinolones de quatrième génération (ex. trovafloxacine, gatifloxacine), présentant une activité accrue sur les bactéries anaérobies strictes, sont disponibles dans certains pays étrangers [1].
[9] et l’efflux actif médié par la pompe QepA rapporté en 2007 [10, 11]. L’acétyltransférase AAC(6’)-Ib-cr est en fait un variant de l’acétyltransférase AAC(6’)-Ib (enzyme bien connue qui inactive les aminosides dont l’amikacine) avec une mutation unique responsable de l’élargissement de spectre d’inactivation aux fluoroquinolones [9].
2. Mode d’action et mécanismes de résistance
3. Antibiogrammes des bactéries à Gram négatif
2.1. Mode d’action
3.1. Entérobactéries
Les quinolones inhibent l’action des topoisomérases de type II : l’ADN gyrase et la topoisomérase IV [3]. Ces enzymes sont essentielles à la croissance bactérienne en contrôlant la topologie de l’ADN lors des étapes de réplication, de transcription, et de recombinaison/réparation de l’ADN. Ces enzymes tétramériques, homologues entre elles, sont constituées de deux sous-unités GyrA et GyrB (ADN gyrase) ou ParC et ParE (topoisomérase IV). À noter que l’ADN gyrase est généralement la cible préférentielle chez les bactéries à Gram négatif tandis que la topoisomérase IV l’est chez les bactéries à Gram positif.
Les fluoroquinolones sont très utilisées dans le traitement des infections dues aux entérobactéries, notamment les infections urinaires et digestives. Escherichia coli est l’espèce-type de cette famille, et les mécanismes décrits chez cette espèce sont similaires à ceux retrouvés chez les autres espèces d’Enterobacteriaceae. Alors que la résistance de bas niveau aux fluoroquinolones peut être due à différents mécanismes (mutation unique dans GyrA, imperméabilité/efflux actif, résistance plasmidique), la résistance de haut niveau est toujours due à l’accumulation de plusieurs mutations dans les QRDR des topoisomérases de type II (tableau I) [4]. À noter que cette résistance de haut niveau est souvent facilitée par les mécanismes de résistance de bas niveau. Les premières mutations apparaissent dans la QRDR de GyrA, préférentiellement au niveau des codons 83 et 87, ce qui confère un haut niveau de résistance à l’acide nalidixique et un bas niveau de résistance à la ciprofloxacine (tableau I) [12, 13]. Des mutations ont été décrites au niveau du codon 81 avec un phénotype atypique de résistance aux fluoroquinolones et de sensibilité à l’acide nalidixique, mais elles restent exceptionnelles [14]. Des mutations dans ParC n’apparaissent qu’après une ou plusieurs mutations dans GyrA, résultant en une résistance de haut niveau à toutes les fluoroquinolones (tableau I) [12, 13]. Quelques mutations de GyrB ont aussi été rapportées tandis que les mutations dans ParE sont exceptionnelles.
2.2. Mécanismes de résistance La résistance aux quinolones est principalement chromosomique, généralement due à une diminution d’affinité de l’antibiotique pour sa cible [4]. Ceci est dû à une modification de l’ADN gyrase et/ou de la topoisomérase IV par mutations ponctuelles. À noter que ce mécanisme est le seul responsable du phénotype de résistance de haut niveau aux fluoroquinolones. Les mutations apparaissent quasiexclusivement dans de courtes régions conservées des deux protéines appelées « quinolone resistance-determining regions » (QRDR) [4]. Ce type de résistance est multi-étapes (mutants de 1er niveau, de 2e niveau,…) avec une première mutation facilitant la sélection d’une seconde et ainsi de suite (potentiellement jusqu’à 3 ou 4), une augmentation du niveau de résistance avec le nombre de mutations et une mutation de 1er niveau au niveau de la cible primaire (généralement l’ADN gyrase chez les bactéries à Gram négatif et la topoisomérase IV chez les bactéries à Gram positif) [5, 6]. Un phénotype de résistance, en général de bas niveau, peut être dû à une diminution d’accumulation intracellulaire de l’antibiotique par imperméabilité et/ou efflux actif [4]. Le mécanisme d’imperméabilité est dû à une modification qualitative et/ou quantitative d’une porine de la membrane externe des bactéries à Gram négatif impliquée dans l’entrée de fluoroquinolones hydrophiles (ex. norfloxacine, ciprofloxacine). L’efflux actif, dû à l’hyper-expression de systèmes de pompes d’efflux par mutations au niveau des régulateurs, confère généralement un phénotype de résistance croisée à plusieurs familles d’antibiotiques de structures différentes. Plus récemment, des mécanismes de résistance plasmidique ont été décrits chez les bactéries à Gram négatif, généralement associés aux mécanismes chromosomiques [7]. Il y a trois types de résistance plasmidique décrits à ce jour : la protection de la cible due aux protéines Qnr décrite en 1998 [8], l’inactivation enzymatique due à l’acétyltransférase AAC(6’)-Ib-cr identifiée en 2005
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Tableau I – Phénotypes de résistance aux quinolones chez E. coli [8-10, 12, 13]. CMI Nala,c (mg/L)
CMI Cipb,c (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
2-4 [S]
0,01 [S]
Sauvage
2-4 [S]
0,04-0,08 [S]
AAC(6’)-Ib-cr
2-4 [S]
0,12-0,25 [S]
QepA
8-32 [I/R]
0,12-0,25 [S]
Qnr
128-256 [R]
0,25 [S]
1 mutation GyrA ± efflux
512-> 2 000 [R]
1-4 [I/R]
1 mutation GyrA + 1-2 mutation(s) ParC 1 mutation GyrA + 1 mutation GyrB + 1 mutation ParC
> 2 000 [R]
8-64 [R]
2 mutations GyrA + 1 mutation ParC
> 2 000 [R]
64-128 [R]
2 mutations GyrA + 2 mutations ParC
a
Nal, acide nalidixique. Cip, ciprofloxacine. [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant.
b c
L’ANTIBIOGRAMME ET SON INTERPRÉTATION PHÉNOTYPIQUE EN 2012
La diminution de perméabilité (impliquant la porine OmpF) et l’efflux actif (médié par le système AcrAB-TolC) sont responsables d’une diminution de sensibilité aux fluoroquinolones hydrophiles (ex. norfloxacine, ciprofloxacine) (tableau I) [4, 15]. Trois mécanismes de résistance plasmidique, responsables d’un phénotype de résistance de bas niveau, ont aussi été décrits chez les entérobactéries [7]. Le premier est dû à une protection de la cible par les protéines Qnr et confère une résistance à l’acide nalidixique et une Tableau II – Phénotypes simplifiés de résistance aux quinolones chez les entérobactéries. Rendu au cliniciena Mécanisme(s) de résistance probable
NALb
Sauvage Qnr
NORc
CIP
S
S
S
I/R
S
S
1 mutation GyrA
R
S/I
S
1 mutation GyrA + 1-2 mutation(s) ParC
R
R
I/R
2 mutations GyrA + 1-2 mutations(s) ParC
R
R
R
a
Nal, acide nalidixique ; NOR, norfloxacine ; CIP, ciprofloxacine ; S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant. b Les souches de Salmonella spp. résistantes à l’acide nalidixique doivent être catégorisées résistantes aux fluoroquinolones [16]. c Les souches sensibles à la norfloxacine sont sensibles aux autres fluoroquinolones tandis que pour les souches I ou R, l’activité de chaque molécule doit être testée indépendamment [16].
diminution de sensibilité aux fluoroquinolones (tableau I) [8]. Le deuxième mécanisme implique l’acétyltransférase AAC(6’)-Ib-cr qui inactive certaines fluoroquinolones (norfloxacine et ciprofloxacine) avec une légère diminution de sensibilité (tableau I) [9]. Enfin, le troisième mécanisme est un efflux actif plasmidique (pompe QepA) responsable d’une diminution de sensibilité aux fluoroquinolones hydrophiles (ex. norfloxacine, ciprofloxacine) (tableau I) [10, 11]. À noter que, même si tous ces mécanismes de résistance plasmidique ne confèrent pas de phénotypes de résistance de haut niveau, ils facilitent la sélection in vitro et in vivo de mutants résistants à haut niveau [7]. En pratique, il est généralement conseillé de tester au moins trois quinolones : l’acide nalidixique, la norfloxacine et la ciprofloxacine auxquels on peut éventuellement ajouter l’ofloxacine (tableau II). La résistance aux quinolones est croisée entre les différentes molécules, mais elle peut varier pour chaque molécule [16]. Les souches sensibles à la norfloxacine sont sensibles aux autres fluoroquinolones ; en revanche, pour les souches de sensibilité intermédiaire ou résistantes, des différences d’activité intrinsèque impliquent de tester indépendamment les autres molécules (tableau III) [16]. Un cas particulier concerne les souches de Salmonella spp. résistantes à l’acide nalidixique, qui doivent être catégorisées résistantes aux fluoroquinolones en raison d’un risque élevé d’échec clinique [16].
Tableau IIIA – Concentrations critiques (mg/L) des quinolones recommandées par le CA-SFM [16]. Concentrations critiques (≤ S/R >) [mg/L]a Ent
Pse
Aci/ Sm/ Bc
Sta
Enc
Pne
Str
Hae
Nem
Neg
Cam
Hel
Ana
Acide nalidixique
8/16
-
-
-
-
-
-
-
-
-
8/16
-
-
Ciprofloxacine Lévofloxacine Moxifloxacine Norfloxacine Ofloxacine
0,5/1 1/2 0,5/1 0,5/1 0,5/1
0,5/1 1/2 -
1/1 1/2 1/1
1/1 1/2 0,5/1 1/1
1/4 1/2 -
0,12/2 2/2 0,5/0,5 -b -
1/2 0,5/1 -
0,5 1 0,5 0,5
0,03/0,06 -
0,03/0,06 0,12/0,25
0,5/1 -
1/1 -
1/2 -
Antibiotique
a
Ent, Enterobacteriaceae ; Pse, Pseudomonas aeruginosa ; Aci, Acinetobacter spp., Stenotrophomonas maltophilia et Burkholderia cepacia ; Sta, staphylocoques ; Enc, entérocoques ; Pne, pneumocoque ; Str, Streptococcus spp. ; Hae, Haemophilus influenzae ; Nem, Neisseria meningitidis ; Neg, Neisseria gonorrhoeae ; Cam, Campylobacter spp. ; Hel, Helicobacter pylori ; Ana, bactéries anaérobies. b Utilisée pour le dépistage de sensibilité diminuée aux fluoroquinolones. Si la CMI est > 16 mg/L, il y a un risque élevé de sélection in vivo de mutants résistants et d’échec clinique.
Tableau IIIB – Diamètres critiques (mm) des quinolones recommandés par le CA-SFM [16]. Diamètres critiques (≥S/R<) [mm]a Ent
Pse
Aci/ Sm/ Bc
Sta
Enc
Pne
Str
Hae
Nem
Neg
Acide nalidixique
20/15
-
-
-
-
-
-
21c
-
25d
20/15
-
-
Ciprofloxacine Lévofloxacine Moxifloxacine Norfloxacine Ofloxacine
25/22 20/17 24/21 25/22 25/22
25/22 20/17 -
22/22 20/17 22/22
22/22 20/17 24/21 22/22
-
30/19 17/17 24/24 -b -
20/17 24/21 -
-
-
-
25/22 -
20/20 -
21/18 -
Antibiotique
Cam
Hel
Ana
a
Ent, Enterobacteriaceae ; Pse, Pseudomonas aeruginosa ; Aci, Acinetobacter spp., Stenotrophomonas maltophilia et Burkholderia cepacia ; Sta, staphylocoques ; Enc, entérocoques ; Pne, pneumocoque ; Str, Streptococcus spp. ; Hae, Haemophilus influenzae ; Nem, Neisseria meningitidis ; Neg, Neisseria gonorrhoeae ; Cam, Campylobacter spp. ; Hel, Helicobacter pylori ; Ana, bactéries anaérobies. b Utilisée pour le dépistage de sensibilité diminuée aux fluoroquinolones. Si le diamètre est < 7 mm (disque chargé à 5 μg), il y a un risque élevé de sélection in vivo de mutants résistants et d’échec clinique. c Un disque d’acide nalidixique (chargé à 30 μg) peut être utilisé pour la détection de sensibilité diminuée aux fluoroquinolones. Si le diamètre est < 21 mm, les CMI des fluoroquinolones doivent être déterminées. d La détection d’une sensibilité diminuée ou d’une résistance aux fluoroquinolones est effectuée à l’aide d’un disque d’acide nalidixique (chargé à 30 μg). Si le diamètre est < 25 mm, les CMI de l’ofloxacine ou de la ciprofloxacine doivent être mesurées.
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Tableau IV – Phénotypes de résistance à la ciprofloxacine chez P. aeruginosa [18-20, 22]. CMI Cipa,b (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
0,12-0,25 [S]
Sauvage (léger efflux possible)
0,5 [S]
1 mutation GyrA ou efflux
1-2 [I/R]
1 mutation GyrA ou GyrB et/ou efflux
4-16 [R]
1 mutation GyrA ou GyrB ± efflux 1 mutation GyrA + 1 mutation ParC ou ParE ± efflux
≥ 32 [R]
1 mutation GyrA + efflux 1 mutation GyrA + 1 mutation GyrB, ParC ou ParE ± efflux 1 mutation GyrB + 1 mutation ParC ± efflux Plusieurs mutations GyrA, GyrB, ParC et/ou ParE ± efflux
a
Cip, ciprofloxacine. b [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant.
Tableau V – Phénotypes de résistance aux quinolones chez A. baumannii [24]. CMI Nala,c (mg/L)
CMI Cipb,c (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
2-8 [S]
0,12-1 [S]
Sauvage (léger efflux possible)
64-512 [R]
4-16 [R]
1 mutation GyrA ± efflux
>1024 [R]
32-128 [R]
1 mutation GyrA + 1 mutation ParC ± efflux
a
Nal, acide nalidixique. Cip, ciprofloxacine. c [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; R, résistant. b
Tableau VI – Phénotypes de résistance aux quinolones chez C. jejuni et C. coli [30, 31]. CMI Nala,c (mg/L)
CMI Cipb,c (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
1-4 [S]
0,12-0,25 [S]
Sauvage
≥ 64 [R]
2-64 [R]
1 mutation GyrA
≥ 128 [R]
64- ≥ 128 [R]
2 mutations GyrAd
a
Nal, acide nalidixique. Cip, ciprofloxacine. [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; R, résistant. d Mutants obtenus in vitro.
Différents systèmes de pompes d’efflux ont aussi été incriminés dans la résistance de bas niveau aux fluoroquinolones, avec une augmentation des CMI de la ciprofloxacine allant de 2 à 16 fois (tableau IV) [19-22]. Les quatre principaux systèmes impliqués sont MexAB-OprM, MexCD-OprJ, MexEF-OprN et MexXY(OprM) [23]. À noter que la résistance de haut niveau est souvent due à la combinaison entre modification des cibles et hyper-expression des systèmes de pompes d’efflux (tableau IV) [19]. Enfin, aucun déterminant de résistance plasmidique n’a encore été décrit chez P. aeruginosa.
3.3. Autres bacilles à Gram négatif non fermentaires Comme les entérobactéries, Acinetobacter baumannii est naturellement sensible à l’acide nalidixique et aux fluoroquinolones. La résistance est principalement due à l’accumulation des mutations dans les QRDR de GyrA et ParC (tableau V) [24], même si l’efflux actif semble y contribuer partiellement (ex. système AdeABC) [25]. Stenotrophomonas maltophilia et Burkholderia cepacia sont naturellement sensibles à la ciprofloxacine (CMI de 1 mg/L). Alors que chez B. cepacia la résistance est clairement due à des mutations successives dans GyrA et ParC [26], la résistance chez S. maltophilia est beaucoup moins bien établie avec des souches hautement résistantes dénuées de mutations dans les QRDR [27]. À noter que S. maltophilia présente généralement un phénotype atypique avec une plus grande sensibilité à l’acide nalidixique qu’aux fluoroquinolones. Enfin, l’efflux actif a probablement un rôle important chez ces deux espèces [28]. En pratique, il est recommandé d’au moins tester l’activité de la ciprofloxacine, les valeurs critiques étant identiques pour ces trois espèces (tableau III) [16]. À noter que l’expression de la résistance, même si elle est croisée, est variable d’une fluoroquinolone à une autre et qu’il est recommandé de déterminer la CMI de la molécule potentiellement utilisable en thérapeutique.
b c
3.2. Pseudomonas aeruginosa Contrairement aux entérobactéries, P. aeruginosa est naturellement résistant à l’acide nalidixique et présente une sensibilité diminuée aux plus anciennes fluoroquinolones, comme la norfloxacine et l‘ofloxacine [17]. En pratique, seules la lévofloxacine et la ciprofloxacine sont testées (tableau III) [16], tout en sachant que cette dernière est la plus active et le plus souvent indiquée (en général en association) dans le traitement des infections dues au bacille pyocyanique. Les principaux mécanismes de résistance aux fluoroquinolones chez P. aeruginosa sont la modification des cibles et l’efflux actif [17]. Comme les autres bactéries à Gram négatif, les mutations apparaissent préférentiellement au niveau de GyrA (notamment au niveau des codons 83 et 87) puis des mutations supplémentaires peuvent avoir lieu au niveau de GyrB, ParC et/ou ParE (tableau IV) [18-20].
82
3.4. Campylobacter La résistance naturelle de Campylobacter fetus à l’acide nalidixique, alors que Campylobacter jejuni et Campylobacter coli sont naturellement sensibles, en fait un bon caractère d’identification. Cependant, l’acquisition de résistance aux quinolones devenue fréquente chez ces deux dernières espèces (au-delà de 15-20 %) a rendu ce caractère d’identification moins fiable. Comme chez les autres bactéries à Gram négatif, la résistance aux quinolones chez C. jejuni et C. coli est principalement due à une modification de l’ADN gyrase accompagnée ou non d’un efflux actif médié par le système CmeABC [29]. À noter que la résistance plasmidique n’a pas encore été détectée chez les souches résistantes de Campylobacter spp. Du fait de l’absence de topoisomérase IV chez Campylobacter, une mutation spontanée unique dans GyrA confère généralement une résistance de haut niveau à la ciprofloxacine (CMI ≥ 2 mg/L) (tableau VI), Thr86Ile (codon 83 chez E. coli) étant la substitution la plus fréquente [30-32]. À noter qu’aucune modification de GyrB n’a été associée à la résistance. La pompe d’efflux CmeB contribue au
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L’ANTIBIOGRAMME ET SON INTERPRÉTATION PHÉNOTYPIQUE EN 2012
niveau basal de sensibilité et à la résistance acquise aux fluoroquinolones. Sa surexpression est responsable d’une augmentation des CMI de la ciprofloxacine chez les souches portant des mutations dans GyrA, mettant en évidence l’effet coopératif des mécanismes de résistance [32, 33]. En pratique, il existe un diamètre d’inhibition autour des disques de quinolones pour les souches sauvages tandis que les mutants GyrA présentent généralement un haut niveau de résistance avec absence de zone d’inhibition (tableau III) [16].
3.5. Helicobacter pylori Les fluoroquinolones (notamment ciprofloxacine et lévofloxacine) peuvent être utilisées dans le traitement de troisième ligne des infections à H. pylori. Cependant, du fait de l’émergence de la résistance à ces antibiotiques, leur sensibilité in vitro doit être évaluée. Comme les espèces du genre Campylobacter, H. pylori ne possède pas de topoisomérase IV, et donc une mutation dans GyrA confère directement un haut niveau de résistance à la ciprofloxacine (CMI ≥ 8 mg/L) (tableau VII) [34, 35]. Les mutations apparaissent généralement au niveau des codons 87 et 91, correspondant respectivement aux positions 83 et 87 chez E. coli [34,35]. À noter qu’il existe un polymorphisme naturel au niveau du codon 87 chez les souches sauvages, les souches Thr87 étant plus sensibles (d’un facteur 4 environ) que les souches Asn87 [35]. Aucune mutation dans GyrB n’a été décrite à ce jour ainsi qu’aucun efflux actif. En pratique, la CMI de la ciprofloxacine peut être déterminée, l’interprétation étant valable pour la lévofloxacine et la moxifloxacine. Un disque de ciprofloxacine (chargé à 5 μg) peut aussi être utilisé : si le diamètre d’inhibition est < 20 mm, les CMI doivent être déterminées (tableau III) [16].
3.6. Haemophilus influenzae Les fluoroquinolones sont très actives in vitro sur H. influenzae, et sont largement utilisées dans le traitement des infections respiratoires chez l’adulte. En dehors de la surveillance épidémiologique de la résistance, il y a aussi un risque d’échec clinique du fait de l’existence de quelques souches hautement résistantes [36, 37]. Comme les autres bactéries à Gram négatif, la résistance est principalement due à des mutations au niveau des QRDR de GyrA et ParC (tableau VIII) [38, 39]. Même si l’implication de l’efflux actif est probable, aucune évidence n’a encore été faite chez H. influenzae. En pratique, le CA-SFM recommande de détecter la sensibilité diminuée aux fluoroquinolones en utilisant un disque d’acide nalidixique (chargé à 30 μg). Si le diamètre est < 21 mm, la CMI de la fluoroquinolone, potentiellement utilisable en thérapeutique, devra être déterminée (tableau III) [16].
3.7. Neisseria gonorrhoeae Les fluoroquinolones, en particulier la ciprofloxacine, ont été largement utilisées dans le traitement monodose des infections gonococciques. Cependant, l’émergence de la résistance à ces antibiotiques interdit maintenant leur emploi en première intention.
La résistance est due à l’apparition de mutations au niveau de GyrA et ParC, le système d’efflux MtrCDE jouant un rôle très secondaire (tableau IX) [40]. Les mutations sont principalement retrouvées au niveau des codons 91 et 95 de GyrA (codons 83 et 87 chez E. coli) [1, 40]. Comme chez la plupart des autres bactéries, plus le nombre de mutations est important, plus le niveau de résistance est élevé (tableau IX) [40, 42, 43]. En pratique, le CA-SFM recommande de détecter les souches résistantes ou de sensibilité diminuée à l’aide d’un disque d’acide nalidixique (chargé à 30 μg). Si le diamètre est < 25 mm, il faut mesurer les CMI de l’ofloxacine ou de la ciprofloxacine (tableau III) [16]. Tableau VII – Phénotypes de résistance aux quinolones chez H. pylori [34, 35]. CMI Nala,c (mg/L)
CMI Cipb,c (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
32-128 [R]
0,12-1 [S]
Sauvage
128-256 [R]
8-32 [R]
1 mutation GyrA
-
16-64 [R]
2 mutations GyrAd
a
Nal, acide nalidixique. b Cip, ciprofloxacine. c [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; R, résistant. d Mutants obtenus in vitro.
Tableau VIII – Phénotypes de résistance aux quinolones chez H. influenzae [38, 39]. CMI Cipb,e (mg/L)
CMI Levc,e (mg/L)
CMI Moxd,e (mg/L)
0,5-2
0,010,03 [S]
0,03 [S]
0,03 [S]
Sauvage
2-128
0,12-4 [S/NS]
0,06-2 [S/NS]
0,06-4 [S/NS]
1 mutation GyrA
32-128
0,5-4 [S/NS]
0,25-4 [S/NS]
0,5-2 [S/NS]
1 mutation GyrA + 1 mutation ParC
2-64
1-32 [NS]
0,5-32 [S/NS]
1-32 [NS]
2 mutations GyrA + 1 mutation ParC
CMI Nala (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
a
Nal, acide nalidixique. Cip, ciprofloxacine. c Lev, lévofloxacine. d Mox, moxifloxacine. e [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; NS, non sensible. b
Tableau IX – Phénotypes de résistance aux quinolones chez N. gonorrhoeae [40, 42]. CMI Nala (mg/L)
CMI Oflb,d (mg/L)
CMI Cipc,d (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
0,5-4
0,008-0,06 [S]
0,004-0,016 [S]
Sauvage
128-256
0,25-1 [I/R]
0,06-0,5 [I/R]
1 mutation GyrA
128-256
0,5-2 [R]
0,25-0,5 [R]
1 mutation GyrA + 1 mutation ParC
256
4-8 [R]
2-8 [R]
2 mutations GyrA + 1 mutation ParC
a
Nal, acide nalidixique. Ofl, ofloxacine. Cip, ciprofloxacine. d [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant. b c
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Tableau X – Phénotypes de résistance aux quinolones chez S. aureus [46-49]. CMI Cipa,d (mg/L)
CMI Levb,d (mg/L)
CMI Moxc (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
0,12-0,25 [S]
0,12 [S]
0,03-0,06
Sauvage
0,5-1 [S]
0,25 [S]
0,03-0,06
Efflux (NorA)
1-2 [S/R]e
0,5-1[S/R]e
0,12-0,25
1 mutation GrlA
1-2 [S/R]e
0,5 [S/R]e
0,12-0,25
1 mutation GrlB
4 [R]
4 [R]
1
1 mutation GrlB + 1 mutation GyrA
16-64 [R]
16 [R]
4
1 mutation GrlA + 1 mutation GyrA ± efflux
a
Cip, ciprofloxacine. Lev, lévofloxacine. c Mox, moxifloxacine. d [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant. e Selon la molécule testée, ces mutants seront rendus S ou R [16]. b
3.8. Neisseria meningitidis La ciprofloxacine est recommandée dans le traitement préventif (500 mg en dose unique) des infections à méningocoques. Les souches de sensibilité diminuée à la ciprofloxacine (CMI de 0,06 à 0,12 mg/L) restent exceptionnelles [44, 45]. La résistance est principalement due à des mutations dans la QRDR de GyrA au niveau des codons 91 et 95 (codons 83 et 87 chez E. coli) [44,45]. L’hyper-expression du système d’efflux MtrCDE semble également contribuer, dans une moindre mesure, à la sensibilité diminuée aux fluoroquinolones [44]. En pratique, le CA-SFM recommande de déterminer directement la CMI de la ciprofloxacine, les concentrations critiques proposées ne s’appliquant qu’à l’utilisation de l’antibiotique dans la prophylaxie des infections méningococciques (tableau III) [16].
4. Antibiogrammes des bactéries à Gram positif 4.1. Staphylocoques Les fluoroquinolones sont particulièrement intéressantes dans le traitement des infections ostéo-articulaires dues
aux staphylocoques, du fait de leur excellente diffusion tissulaire. Chez Staphylococcus aureus comme chez les staphylocoques à coagulase négative, la résistance est principalement due à des mutations dans les QRDR des topoisomérases de type II, la topoisomérase IV étant la cible préférentielle. Ainsi, les premières mutations apparaissent dans ParC (aussi dénommée GrlA), principalement au niveau des codons 80 et 84, et dans ParE (aussi dénommée GrlB), puis des mutations supplémentaires dans GyrA peuvent avoir lieu (tableau X) [46-49]. Un efflux actif, médié par l’hyper-expression de la pompe appelée NorA, est aussi possible (tableau X) [46-49]. En pratique, comme la péfloxacine, l’ofloxacine, la lévofloxacine et la ciprofloxacine ont une activité in vitro similaire sur les staphylocoques, et que la résistance est croisée entre ces molécules, une seule de ces molécules est en général testée, le résultat obtenu pour l’une d’entre d’elles étant valable pour les autres. En cas de résistance à l’une de ces molécules, il faut donc rendre résistant pour toutes les autres molécules (y compris celles encore actives) en raison du risque élevé de sélection in vivo de mutants résistants et d’échec clinique (tableau III) [16]. Enfin, même s’il existe des valeurs critiques pour la moxifloxacine, son usage dans les infections staphylococciques est très limité et donc le résultat du test ne doit pas être rendu au clinicien.
4.2. Pneumocoque La lévofloxacine et la moxifloxacine constituent les fluoroquinolones anti-pneumococciques, largement utilisées dans le traitement des infections respiratoires (hautes et basses) communautaires chez l’adulte. La prévalence des souches de sensibilité diminuée aux fluoroquinolones (CMI de la ciprofloxacine > 2 mg/L) est encore exceptionnelle en France. Cependant, environ 1,5 % des souches de pneumocoque isolées chez l’adulte présentent un phénotype de bas niveau de résistance où il existe un risque d’échec clinique [50]. La résistance est principalement due à des mutations dans ParC, GyrA et/ou ParE bien que l’efflux actif soit aussi fréquemment associé (ex. pompe PmrA) (tableau XI) [51-53].
Tableau XI – Phénotypes de résistance aux quinolones chez S. pneumoniae [51-53]. a
CMI Norb (mg/L)
CMI Pef (mg/L)
CMI Cipc (mg/L)
CMI Spxd (mg/L)
CMI Lvxe,g (mg/L)
CMI Moxf,g (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
8
4
1
0,25
0,5 [S]
0,12 [S]
Sauvage
8
32
4
0,25
0,5-1 [R]h
0,12-0,25 [R]h
Efflux
8-16
4-8
1-2
0,5-2
0,5-1
0,25-0,5
1 mutation GyrAi
h
32-64
32
4
0,5-1
1-2 [R]
32-128
32-128
8-32
4-32
8-16 [R]
2-4 [R]
1 mutation ParC + 1 mutation GyrA
128
> 32
32-64
16-64
16-32 [R]
4-16 [R]
2 mutations ParC + 1 mutation GyrA
a
0,25-0,5 [R]
h
1 mutation ParC
Pef, péfloxacine. b Nor, norfloxacine. c Cip, ciprofloxacine. d Spx, sparfloxacine. e Lev, lévofloxacine. f Mox, moxifloxacine. g [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; R, résistant. h En utilisant la norfloxacine comme marqueur de résistance de bas niveau, ces fluoroquinolones seront interprétées résistantes en raison d’un risque élevé de sélection in vivo de mutants hautement résistants et d’échec clinique. i Les mutants GyrA sont rares et ne sont pas détectés en pratique en utilisant la norfloxacine comme marqueur de résistance de bas niveau.
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L’ANTIBIOGRAMME ET SON INTERPRÉTATION PHÉNOTYPIQUE EN 2012
Tableau XII – Détection phénotypique des mécanismes de résistance aux fluoroquinolones chez S. pneumoniae [54]. Valeurs pour interprétationa Mécanismes de résistance Mutant ParC Mutant efflux Mutant GyrA Mutant ParC et GyrA a b
R R S R
Norfloxacine
Lévofloxacine
Péfloxacine
R < 10 mm
R < 17 mm
R < 10 mm
S S S I ou R
R S S R
Sparfloxacine/ Ciprofloxacineb SPX > CIP SPX > CIP SPX < CIP SPX > CIP
S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant. Comparaison de la zone d’inhibition autour de la sparfloxacine et de la ciprofloxacine.
À noter que, suivant la nature de la fluoroquinolone, les premières mutations apparaissent au niveau de ParC (ex. péfloxacine, norfloxacine, ciprofloxacine, lévofloxacine) ou de GyrA (ex. sparfloxacine, moxifloxacine). Les mutations ont lieu au niveau des codons 79 et 83 (codons 80 et 84 chez E. coli) de ParC, et 81 et 85 (codons 83 et 87 chez E. coli) de GyrA [51-53]. Les résistances de haut niveau sont mieux détectées en étudiant l’activité de la lévofloxacine tandis que celles de bas niveau sont mises en évidence par l’utilisation d’anciennes fluoroquinolones, plus spécifiquement affectées par l’efflux (ex. norfloxacine), une mutation ParC (ex. péfloxacine) ou une mutation GyrA (ex. sparfloxacine) (tableau XI) [54]. En pratique, le dépistage de souches de sensibilité diminuée aux fluoroquinolones est réalisé en mesurant l’activité de la norfloxacine. Si le diamètre (disque chargé à 5 μg) est < 7 mm ou la CMI > 16 mg/L, il existe un risque élevé de sélection in vivo de mutants résistants aux fluoroquinolones et d’échec clinique (tableau III) [16]. Dans un but épidémiologique, il est possible de déterminer phénotypiquement la nature du mécanisme de résistance en utilisant cinq fluoroquinolones : norfloxacine, ciprofloxacine, sparfloxacine, lévofloxacine et péfloxacine (tableau XII) [54]. À noter qu’en absence de test pour la péfloxacine, il n’est pas possible de distinguer entre les mutants ParC et efflux [54].
4.3. Entérocoques Les fluoroquinolones n’ont pas d’indication dans les infections à entérocoques du fait de leur activité modérée et de l’émergence rapide de mutants résistants. Cependant, elles ont pu être utilisées contre des souches de Enterococcus faecium multirésistantes. Comme les autres bactéries à Gram positif, la résistance à haut niveau aux fluoroquinolones est principalement due à des différentes mutations dans ParC puis dans GyrA (tableau XIII) [53, 55, 56]. Les mutations ont lieu au niveau des codons 85 et 89 (codons 80 et 84 chez E. coli) de ParC, et 84 et 88 (codons 83 et 87 chez E. coli) de GyrA [53, 55, 56]. Quelques modifications de ParE ou GyrB et l’implication d’un efflux actif ont aussi été rapportés (tableau XIII) [53, 57]. À noter que les souches d’E. faecium actuellement responsables d’épidémies hospitalières, appartiennent toutes à un même complexe clonal appelé CC17. Ces souches adaptées à l’environnement hospitalier présentent un haut niveau de résistance à l’ampicilline et aux fluoroquinolones. Les CMI de la ciprofloxacine sont ≥ 64 mg/L, ceci dû à la présence de mutations au niveau de ParC et GyrA [58]. En pratique, seules les fluoroquinolones avec une meilleure activité anti-Gram + doivent être testées, la moxifloxacine étant plus active que la lévofloxacine (tableau III) [16].
4.4. Clostridium difficile Parmi les fluoroquinolones, la moxifloxacine est une molécule de nouvelle génération avec une bonne activité in vitro sur les anaérobies stricts. Les souches sauvages de C. difficile présentent généralement des CMI de la moxifloxacine allant de 0,5 à 2 mg/L [59]. Même si elle reste encore rare, la résistance acquise aux fluoroquinolones chez C. difficile a été rapportée, avec des CMI de 4 à 32 mg/L [59, 60]. Elle est due à des mutations dans GyrA (codon 82) ou GyrB (codons 426 et 447) tandis que la topoisomérase IV ne semble pas exister chez cette espèce [60]. À noter qu’il y a actuellement une émergence d’un clone hypervirulent (appelé ribotype 027) qui est résistant à haut niveau à l’érythromycine et aux fluoroquinolones. Notamment, ces souches présentent des CMI > 32 mg/L à la moxifloxacine, ceci dû à la mutation unique Thr82Ile dans GyrA [61]. En pratique, il n’y a pas d’indication clinique des fluoroquinolones pour les diarrhées à C. difficile mais il est recommandé de tester la sensibilité des souches vis-à-vis de la moxifloxacine dans un but épidémiologique (souche sauvage si CMI ≤ 4 mg/L), notamment pour le dépistage de ces souches hypervirulentes de ribotype 027 [62]. Il est à noter que les souches résistantes aux fluoroquinolones n’appartiennent pas obligatoirement à ce clone.
5. Conclusion Du fait de l’augmentation constante de la résistance aux quinolones, il est nécessaire d’étudier in vitro la sensibilité Tableau XIII – Phénotypes de résistance aux quinolones chez E. faecalis [53]. CMI Cipa (mg/L)
CMI Levb,d (mg/L)
CMI Moxc,d (mg/L)
Mécanisme(s) de résistance probable(s)
2
1 [S]
0,25 [S]
Sauvage
4
2 [I]
0,5 [S]
1 mutation ParC
32-128
16-64 [R]
2-32 [R]
1 mutation ParC + 1 mutation GyrA ± 1 mutation ParE
128
64 [R]
32 [R]
1 mutation ParC + 1 mutation GyrA + efflux
a
Cip, ciprofloxacine. Lev, lévofloxacine. Mox, moxifloxacine. d [ ], rendu au clinicien : S, sensible ; I, intermédiaire ; R, résistant. b c
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à ces antibiotiques pour quasiment toutes les espèces bactériennes d’importance médicale. L’interprétation des résultats (CMI et/ou diamètres d’inhibition) doit être réalisée à l’aide des recommandations faites par le CA-SFM, valeurs critiques progressivement harmonisées avec celles recommandées par le Comité européen EUCAST. Enfin,
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les quinolones ne doivent plus être utilisées en traitement empirique, et doivent demeurer des alternatives thérapeutiques après l’établissement d’un antibiogramme. Déclaration d’intérêts : l’auteur déclare ne pas avoir de conflits d’intérêts en relation avec cet article.
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